COLORANTES PERMANENTES de parasitologia.pptx

colorantes para parasitologia, uso informativo

1. COLORANTES PERMANENTES

2. Tincion de kinyoun La  tinción de Kinyoun  es una técnica de coloración utilizada para teñir bacterias y parásitos ácido alcohol resistentes. Nació de la modificación de la coloración de Ziehl-Neelsen. Ambas técnicas se interpretan de la misma manera, pero se diferencian en dos elementos: en la preparación del reactivo principal y en que la técnica de Kinyoun no emplea calor . Está indicada para la coloración de  Micobacterium tuberculosis ,  Micobacterium leprae , micobacterias atípicas,  Nocardias sp ,  Criptosporidium parvum , Criptosporidium meleagridis , Criptosporidium felis , Criptosporidium muris   y  Cyclosporas cayetanensis . Técnica Materiales Fucsina fenicada modificada. Alcohol-ácido. Azul de metileno. Preparación de la fucsina fenicada de Kinyoun Fucsina básica: 4 gr. Fenol: 8 ml. Alcohol (95%): 20 ml. Agua destilada: 100 ml. Se debe disolver lentamente la fucsina básica en el alcohol, mezclando constantemente. Posteriormente, se funde el fenol cristalizado en un baño María a 56 °C. Una vez disuelto, se agregan 8 ml a la solución de fucsina preparada anteriormente. .

3. Procedimiento de técnica de kinyoun Preparar un frotis directamente de la muestra, que puede ser esputo, fluido pulmonar, sedimento de orina, líquido cefalorraquídeo o heces, entre otros. Fijar el frotis con calor. Colocar el frotis sobre el puente de coloración y cubrir con el reactivo de fucsina fenicada de Kinyoun preparado. Se deja reposar durante 3 o 5 minutos. Lavar con agua destilada. Decolorar con alcohol ácido durante 3 minutos y lavar nuevamente con agua destilada. Decolorar nuevamente con alcohol ácido durante 1 o 2 minutos hasta que no arrastre más colorante. Lavar con agua destilada y dejar escurrir, colocando el portaobjetos en posición vertical. Cubrir la preparación con azul de metileno y dejar actuar por 4 minutos. Lavar con agua destilada y dejar secar al aire. Examinar a 40X y luego a 100X.

4. Tincion tricromica modificada Es una técnica utilizada en el análisis coproparasitológico para la identificación y diferenciación de protozoarios intestinales en muestras fecales. Esta técnica mejora el contraste y la definición de los parásitos, permitiendo observar detalles morfológicos importantes como el núcleo, el citoplasma y otras estructuras internas. La modificación se enfoca en optimizar los tiempos de tinción y el uso de fijadores para facilitar la identificación de protozoarios como Entamoeba histolytica , Giardia lamblia y Blastocystis hominis, entre otros.

5. Procedimiento de la tinción tricromica modificada Fijación de la muestra:Colocar una pequeña cantidad de muestra fecal en un frasco con fijador (usualmente PVA —alcohol polivinílico— o SAF —acetato de sodio-formalina—).Dejar reposar durante al menos 30 minutos a 1 hora para garantizar la fijación adecuada de los trofozoítos y quistes. Preparación del frotis: Tomar una pequeña porción de la muestra fijada y extenderla en un portaobjetos, formando una capa delgada y uniforme.Dejar secar al aire. Deshidratación inicial: Sumergir el frotis en etanol al 70% durante 5 minutos para iniciar la deshidratación y facilitar la penetración de los colorantes. Tinción: Colocar el portaobjetos en una solución de tinción tricrómica modificada (generalmente contiene ácido acético y una mezcla de colorantes como verde rápido y eritrosina) durante 8 a 10 minutos. • La modificación de Wheatley utiliza un colorante verde o azul para el citoplasma y un tono rojizo o púrpura para los núcleos y los quistes. Diferenciación: Transferir el frotis a una solución de ácido acético al 90% durante unos 10 a 30 segundos para eliminar el exceso de colorante y mejorar el contraste. • Lavar brevemente en alcohol al 70% para detener la diferenciación.

6. Deshidratación final: Pasar el frotis por alcohol al 95% y al 100% en secuencia, dejando 2 minutos en cada concentración para eliminar el agua. Aclaramiento: Sumergir el portaobjetos en xilol o en un sustituto durante 2 a 5 minutos para transparentar la muestra. Montaje: Colocar una gota de medio de montaje (como Bálsamo de Canadá) y cubrir con un cubreobjetos. • Dejar secar antes de observar al microscopio. 9. Observación microscópica: Examinar el frotis bajo el microscopio óptico, utilizando el objetivo de inmersión (100x) para identificar quistes y trofozoítos con claridad. Los núcleos y los quistes suelen teñirse de rojo o púrpura, mientras que el citoplasma adquiere tonos verdes o azules.

7. hematoxilina férrica La hematoxilina férrica es útil en parasitología para identificar parásitos, especialmente aquellos que tienen estructuras nucleares que pueden ser resaltadas mediante esta tinción. Se utiliza principalmente para observar protozoos (como amibas), helmintos (como nematodos o trematodos) y en algunos casos ectoparásitos. La tinción ayuda a resaltar los núcleos de las células infectadas y las estructuras internas de los parásitos, permitiendo su visualización más clara y detallada bajo el microscopio. Ejemplos de parásitos que se pueden observar con hematoxilina férrica: Amibas (por ejemplo, Entamoeba histolytica ): se puede observar la morfología de los quistes y trofozoítos, resaltando los núcleos. Plasmodium (causante de la malaria): se pueden ver los esquizontes dentro de los glóbulos rojos, con los núcleos bien definidos. Helmintos (como Ascaris lumbricoides ): en muestras de tejidos infestados, la tinción puede ayudar a visualizar estructuras internas. Cisticercos (como los de Taenia ): observando los tejidos infestados, los parásitos y sus estructuras celulares son más visibles.

8. Ejemplos Ejemplos de parásitos que se pueden observar con hematoxilina férrica: Amibas (por ejemplo, Entamoeba histolytica ): se puede observar la morfología de los quistes y trofozoítos, resaltando los núcleos. Plasmodium (causante de la malaria): se pueden ver los esquizontes dentro de los glóbulos rojos, con los núcleos bien definidos. Helmintos (como Ascaris lumbricoides ): en muestras de tejidos infestados, la tinción puede ayudar a visualizar estructuras internas. Cisticercos (como los de Taenia ): observando los tejidos infestados, los parásitos y sus estructuras celulares son más visibles.

9. Procedimiento Preparación de la muestra : Realiza un corte fino de los tejidos parasitados y colócalo sobre un portaobjetos limpio. Si estás trabajando con una muestra de parásitos en forma de quistes o trofozoítos, asegúrate de que estén adecuadamente dispuestos en el portaobjetos. Fijación : Fija la muestra en un fijador adecuado, como formalina al 10%, para preservar la estructura celular del tejido y el parásito. Deshidratación : Deshidrata la muestra sumergiéndola en soluciones de alcohol de concentración creciente (70%, 95%, 100%). Clarificación : Pasa la muestra a xileno para aclararla. Esto hace que las estructuras celulares sean más claras y visibles.

10. Tinción con Hematoxilina férrica : Coloca la muestra en una solución de hematoxilina férrica durante unos 10-15 minutos. El tiempo puede variar dependiendo de la intensidad de tinción deseada. La hematoxilina teñirá principalmente los núcleos celulares de color oscuro o morado. Diferenciación : Lava la muestra con agua destilada para eliminar el exceso de hematoxilina. Si es necesario, puedes diferenciar la tinción usando una solución de ácido acético diluido (aproximadamente al 1%) para mejorar el contraste de los tejidos. Contratinción con Eosina : Si estás utilizando eosina para una tinción combinada (Hematoxilina-Eosina), aplica eosina durante 1-2 minutos. La eosina teñirá el citoplasma y otras estructuras en tonos rojizos o rosados. Deshidratación final : Vuelve a pasar la muestra por soluciones de alcohol y xileno para deshidratarla completamente. Montaje : Coloca una gota de resina de montaje o bálsamo de Canadá sobre la muestra y cúbrela con un cubreobjetos. Observación al microscopio : Observa la muestra bajo el microscopio. Los núcleos celulares se verán teñidos de azul oscuro o morado (por la hematoxilina), mientras que el citoplasma, si usaste eosina, aparecerá en tonos rosados. Esto facilita la visualización de los parásitos y la identificación de estructuras celulares.

11. tinción tricromática La tinción tricromática es una técnica histológica comúnmente utilizada en parasitología para la identificación de parásitos en tejidos o muestras biológicas. Esta tinción utiliza tres colorantes (generalmente hematoxilina , eosina y un colorante adicional como el verde de malaquita o azul de anilina ) para resaltar las distintas estructuras celulares y de los parásitos. La tinción tricromática permite diferenciar entre las distintas partes de las células y los parásitos, facilitando su visualización y diagnóstico.

12. Ejemplos de parásitos Ejemplos de parásitos que se pueden observar con tinción tricromática: Amibas ( Entamoeba histolytica ): la tinción permite observar los quistes y trofozoítos, resaltando los núcleos y otras estructuras. Giardia lamblia : los trofozoítos tienen una tinción muy característica, y la tinción tricromática resalta sus detalles estructurales. Balantidium coli : la tinción ayuda a visualizar sus estructuras internas y el núcleo. Leishmania : en muestras de tejidos infectados, la tinción permite identificar los parásitos, destacando sus formas promastigotes o amastigotes . Cisticercos (como los de Taenia ): se observa la morfología del parásito dentro del tejido infectado.

13. Procedimiento: Preparación de la muestra : Realiza un corte fino de los tejidos parasitados y colócalo sobre un portaobjetos limpio. Si estás trabajando con parásitos en forma de quistes o trofozoítos, asegúrate de que estén bien distribuidos sobre el portaobjetos. Fijación : Fija la muestra en un fijador adecuado, como formalina al 10%, para preservar la estructura celular y la morfología del parásito. Deshidratación : Deshidrata la muestra sumergiéndola en soluciones de alcohol de concentración creciente (70%, 95%, 100%). Clarificación : Pasa la muestra a xileno para aclararla. Esto facilita que las estructuras celulares y del parásito sean más visibles. Tinción con Hematoxilina : Coloca la muestra en una solución de hematoxilina durante unos 5-10 minutos. La hematoxilina teñirá principalmente los núcleos celulares de color azul oscuro o morado. Lavado y Diferenciación : Lava la muestra con agua destilada para eliminar el exceso de hematoxilina. Si es necesario, puedes diferenciar la tinción utilizando una solución de ácido acético diluido (aproximadamente al 1%) para mejorar el contraste de los tejidos. Tinción con Eosina : Coloca la muestra en eosina durante 1-2 minutos. La eosina teñirá el citoplasma y otras estructuras celulares de color rosado.

14. Tinción con Verde de Malaquita o Azul de Anilina : Aplica el colorante verde de malaquita o azul de anilina durante 1-3 minutos. Este colorante adicional dará una tonalidad verde a las estructuras del parásito o tejido que lo absorban. Esto es particularmente útil para resaltar las estructuras citoplasmáticas y mejorar la visualización del parásito. Deshidratación final : Pasa la muestra a través de una serie de soluciones de alcohol de concentración creciente (70%, 95%, 100%) para deshidratarla completamente. Clarificación final : Coloca la muestra en xileno para aclararla antes del montaje. Montaje : Coloca una gota de resina de montaje o bálsamo de Canadá sobre la muestra y cúbrela con un cubreobjetos. Observación al microscopio : Observa la muestra bajo el microscopio. En una tinción tricromática, los núcleos celulares de las estructuras aparecerán de color azul oscuro o morado (por la hematoxilina), el citoplasma teñido de rosado (por la eosina) y las estructuras de los parásitos resaltadas en verde o azul, dependiendo del colorante adicional utilizado. Esto permite identificar los parásitos y sus detalles estructurales con gran claridad.