Parasitologia clinica

1. Introducción a la Parasitología
Clínica
Técnicas de Laboratorio II 2014

2. cultativa
ción
Relaciones entreindividuos
Ambos organismos se beneficianMutualismo
Sólo uno se beneficia, el otrono
ComensalismoSimbiosis
se beneficiani se perjudica
Parasitismo
Asocia entre 2
Uno se beneficia Parásito
Ser vivo que temporal
o permanentemente
vive a expensas de
otro organismo de ≠
especie, obteniendo
nutricion y morada al
cual le puede ocacionar
daño. Posee
dependencia
metabólica total y está
en contacto íntimo con
el H
organismos de ≠ especie
estrecha y perdurable
capaz de modificar el
comportamiento
fisiológico de uno o
ambos organismos
Elotro puede o
sufrir daño
no
Hospedador
Organismo que
alberga y da alimento a
otro organismo
FacultativaObligatoria

3. o
o P
¿Eslomismoparasitismoy
parasitosis?
≠ParasitosisParasitismo
Interacción
entre 2
individuos
donde uno
de ellos se
beneficia y el
otro puede o
no sufrir
daño
Enfermedad
infecciosa
producida
por
parásitos
(protozoos,
artrópodos y
helmintos)

4. Tipode parasitismosegún…
>Obligatorio
>Facultativo
>Accidental
>Temporal
>Periódico
>Permanente
>Ectoparásito
>Endoparásito
Extracelular Intracelular
Organos o tejidos

5. Clasificación
simplificada
Sarcodina
Mastigosphora
SEUDOPODIOS
Sarcomastigosphora
FLAGELOS
Protista CiliophoraProtozoa CILIAS
E
U
K
A
R
I
O
T
A
COMPLEJO
APICAL
Apicomplexa
Fungi
Aphasmidea
Phasmidea
Nematelmintos
Plantae
Cestodes
Trematodes
Platelmintos
Animalia Metazoa
Arachnida
Insecta
Crustacea
Artrópodos

6. uce
e en el H
sexual y/
asexual
• P Cumpl ciclo evol formas i
• H Par
excepcte
• P alcanza la madurez
y se reproduce
sexualmente
• H de mayor
evolución filogenética
• P no alcanza madurez
Sexual o se multiplica
asexualmente en el H
Cumple parte de su ciclo
evolutivo dando formas
infectivas
DefinitivoIntermediario
Habitual Accidental
• Es el H
comúnmen
parasitado
H. Pasitado
Excepcionalmente
No permite desarrollo
del ciclo
Desarrolla
igual que en
HD u HI

7. Ciclo de vida=Ciclo biológico=Ciclo
evolutivo
Conjunto de etapas y transformaciones
desarrollo
que experimenta un Pen su
Directo o monoxénico Indirecto o heteroxénico
P requiere un solo H para
completar su ciclo
Prequiere más de un H para
completar su ciclo

8. Transmisión del parasitismo
Conjunto de fenómenos a través de los cuales un P pasa de una fuente o
reservorio a un H susceptible
Depende de…
>Fuente de Infección
>Modo de transmisión
>Estadío infectivo
>Susceptibilidad del H
Tipos de transmisión
>Directa (vertical/iatrogénica)
>Indirecta
A partir de lacual un Hsusceptible adquiere el P. Por ej:
otros individuos (contacto directo), autoinfestación,a partirFuente
de objetos, suelos, agua, alimentos contaminados, animales,
artropodos contaminados, etc.
Hábitat (lugar o ser viviente) donde el P vive se multiplica y/o
crece permitiendo su sobrevida en la naturaleza. Sirve como
fuente de infección para H susceptibles.
GARANTIZA LA SUPERVIVENCIA DEL P.
≠
Reservorio

9. Transmisióndelparasitismo
•Inhalación
Respiratoria
Cutánea
Vías:
Oral
Parenteral
Vertical
Fuente Modo de transmisión
• Vertebrado
• Transplante/ tranfusión
• Contacto con heces, mordidas,
accidente de laboratorio
• Ingesta predación
• Transmisión placentaria/perinatal/
lactancia
• Autoinfección
•Invertebrado
• Picadura
• Ingesta
• Contacto
•Elemento inerte
• Contacto con algún elemento como:
Sábanas
Utensillos
• Ingesta de alimentos y agua

10. Transmisión delparasitismo
Pasa por el medio ambiente
Abierta
Dispersión en la
naturaleza
No pasa por el medio ambienteCerrada
Busca a su H por medio de moléculas
orientativas y receptores que las perciben
Llega mediante alimentos o picaduras
Activa
Localización de un
nuevo H
Pasiva
Mecanismo
Vías de infección
Modo
Lugar
•Activa: llega por sus propios medios
F
A
S
E
S
Contacto con el H
Penetración
•Pasiva: P no realiza acción alguna
•Ectoparasitos! No penetran, se FIJAN
Establecimiento de
un ecotopo
específico en el H
Multiplicación y
diferenciación/
reproducción sexual
Barreras bióticasSistema Inmune
pH, PO2 …
Barreras abióticas
Salida del P o sus
ptos para su
propagación

11. VectorInvetebrado
artrópodo capaz de
transmitir P entre un
vertebrado infectado y
otro sano
Es el HD u HI.
Es la principal Mecánico
Artrópodos que transportan
pasivamente al P. La
asociación es inespecífica, se
debe a la contaminación del
artrópodo
Biológico Artrópodo
hematófago que transmite al
P en su alimentación.
Presenta asociación íntima y
específica con el P. El P realiza
parte de su ciclo.
fuente delP
Multiplicativo
En él el P se diferencia y
divide
Evolutivo
En él el P sólo se
diferencia.

12. Especificidad Parasitaria
RestriccióndedesarrollodelPen≠ H
Oligoxénica
≠ especies,
=familia
Estenoxénica
≠ especies,
=género
Eurixénica
≠ familias
Oioxénica
1 sola
especie

13. Más definiciones…
Zoonosis
• Enfermedad transmisible naturalmente entre animales vertebrados
y el hombre, siendo = o ≠ el ciclo en ellos. Ambos parasitados!
• Condición en la cual el número y distribución geográfica de una
enfermedad permanecen estables con fluctuaciones dentro de
límites esperables.
Endemia
Epidemia
• Aumento del número de casos en una zona geográfica
determinada en un tiempo límitado.
Parasitosis
cosmolpolitas
Parasitosis
regionales
• Se encuentran distribuidas ampliamente ya que su existencia se
halla ligada a la presencia del humano (ciclo directo) o la presencia
del humano y sus otros hospedadores también cosmopolitas (ciclo
indirecto)
• Su existencia no depende sólo del hombre sino de la presencia
temporal o permanente de otros factores (físicos, biológicos o
sociales) que hacen posible la vida del P y la progresión en su ciclo.

14. Más definiciones…
• P que equivoca su hábitat dentro del H y se ubica en un
sistema u órgano que no le permite desarrollarse.
Parásito errático
Hiperparasitismo • Parásitos que parasitan otros parásitos
Multiparasitismo o
superparasitismo
• Cuando un H se encuentra parasitado por 2 o más
especies diferentes
Poliparasitismo • Presencia de gran carga de un P en un H
Seudoparásitos • Elementos de diversa naturaleza confundibles con P
• Helminto que requiere que su huevo pase por el medio
ambiente para madurar y ser infectivo (huevo larvado)
Geohelminto

15. Protista Hongos Animalia Planta
Metazoa
Protozoos (heterótrofos)
Algas (autótrofos)
Mohos limosos (Quimio-heterótrofos:
Digestión extracelular y/o absorción de
sustancias del ambiente)
Procariotas
(Monera)
Eucariotas
Seres vivos

16. PROTOZOOS
SARCOMASTIGOSPHORA APICOMPLEXACILIOPHORA
SARCODINA
MASTIGOSPHORA
METAZOA
FUNGIPLANTAEANIMALIAPROTISTA
SUPERREINO
REINO
SUBREINO
PHYLUM
CLASE
PROKARIOTA EUKARIOTA
Clasificación

17. Protozoarios
Definición: organismos eucariotas unicelulares que pueden replicarse
por mecanismos sexuales o asexuales.
64.000 especies de las cuales 30-40 son patógenas para elhombre
• Fagocitosis o pinocitosis
• Citostoma o peristoma
• Difusión o transporte facilitado
Alimentación
• Flagelos
• Cilias
• Pseudópodos
Locomoción
• Flagelados
• Amebas
• Ciliados
Dimorfismo
(trofozoito/quiste)

19. Pinocotosis
ALIMENTACIÓN
Difusión facilitada

20. Cilias
Flagelo
Locomoción

21. Locomoción en Apicomplexa

22. Dimorfismo(flagelados)
Trofozoíto
Se reproducen en el hospedador
Son lábiles en ambientes desfavorables
Secretan pared muy resistente para
generar quistes (supervivencia y
diseminación)
Quiste
Inmóviles y no replicativos
Resistentes
Amebas tienen enquistamiento
inducido por tasa reproducción

23. Dimorfismo (amebas)

24. Dimorfismo(ciliados)
Trofozoito Quiste

25. Reproducción
Sexual
material
genético de 2
ancestros
diferentes
Asexual
Progenie
recibe material
genético de 1
solo ancestro
- Conjugación-Fisión binaria
- Fusión-Esquizogonia

26. PROTOZOOS
TREMATODA
ARTROPODOS
ARACHNIDA
INSECTA
CRUSTACEA
NEMATODES
APHASMIDEA
PHASMIDEA
PLATYHELMINTES
CESTOIDEA
METAZOA
FUNGIPLANTAEANIMALIAPROTISTA
SUPERREINO
REINO
SUBREINO
PHYLUM
CLASE
PROKARIOTA
EUKARIOTA
Clasificación

27. Enteropárasitos

28. Amebas: Entamoeba histolytica, Entamoeba dispar,
Entamoeba hartmanni, Entamoeba coli,
Entamoeba polecki, Endolimax nana, Iodamoeba
butschlii, Blastocystis hominis.
Flagelados: Giardia lamblia, Chilomastix mesnili,
Dientamoeba fragilis, Trichomonas hominis,
Enteromonas hominis, Retortamonas intestinalis
Ciliados: Balantidium coli
Coccidios, microsporidios: Cryptosporidium
parvum, Cyclospora cayetanensis, Isospora belli,
Sarcocystis hominis, S. suihominis
Nematodes: Ascaris lumbricoides, Enterobius
vermicularis, Ancylostoma duodenale, Necator
americanus, Strongyloides estercoralis,
Trichostrongylus spp., Trichuris trichiura,
Capillaria philippinensis
Cestodes: Diphyllobotrium latum, Dipylilium
caninum, Hymenolepis nana, Hymenolepis
diminuta, Taenia solium, Taenia saginata
Trematodes: Fasciola hepatica, Fasciolopsis
buski, Echinostoma ilocanum, Heterophyes
heterophyes, Metagonimus yokogawai
ProtozoosHelmintos
Enteropárasitos

29. Única muestra en SF que debe mantenerse refrigerada y ser
analizada antes de las 3 hs.
Ventaja: Identificación de formas vegetativas de P
Desventajas. Debe ser procesada rápidamente.
Protozooarios: fases negativas/descarga
cíclica de quistes -> falsos negativos
Recolección de 5 a 6 muestras, una muestra por día.
Formol 5% - 10% (formalina); PVA (alcohol polivinilico)
(PVA+EtOH+MgCl
2 o ZnSO
4); SAF (solución amortiguada de formol)
(sodium acetate–acetic acid-formalin); MIF (merthiolate-Iodo-formol);
PAF (fenol-EtOH-formol); líquido de Schaudinn (HgCl
2, EtOH, AcH).
Ventajas. No requiere procesado inmediato.
Se cubre fases negativas de protozoarios.
Desventaja. No se detectan las formas vegetativas de los
protozoarios.
Seriada/fijada
Frescas
Muestras

30. Examen directo
Técnicas de
enriquecimiento
(centrifugación o
sedimentación; flotación;
métodos bifásicos)
Métodos Especiales
(Baerman; Harada-Mori;
Graham; eclosión de
huevos;
rto de huevos; cultivo)
Coloraciones permanentes
(colorante tricrómico de
Gomori; hematoxilina férrica;
Ziehl Nelsen; Ziehl Nelsen
modificada) Tinciones-coloraciones
transitorias (lugol; solución
iodoidura de D’Antoni; MIF;
azul de metileno)
Técnicas

31. Identificación de P por su forma y motilidad Examen directo
Montaje húmedo directoFrotis del material disuelto en SF
Pero… para la identificación detallada hace falta técnicas de coloración
Coloraciones transitorias:
Lugol; Sn de Iodo-iodurada de D’Antoni
MIF
Permiten observar las formas parasitarias con mayor
detalle
Hymenolepis nana
Mueren los trofozoítos
Strongyloides stercoralis
Observación de trofozoítos (40x), quistes (40x), huevos (10x), larvas (10x)

32. Fijación de la muestra, tinciones…

33. Técnicas de enriquecimiento
(centrifugación o sedimentación;
flotación; métodos bifásicos)
Test de sedimentación o centrifugación
Líquidos menos densos que los elementos parasitarios  P quedan en el sedimento
Desventaja: queda mucho residuo con la muestra a analizar

34. Técnicas de enriquecimiento
(centrifugación o sedimentación;
flotación; métodos bifásicos)
Test de flotación
Líquidos más densos que los elementos P  P quedan en la superficie de los líquidos
Variantes:
** Faust : ZnSO
4.
** Willis: NaCl sat, dejando decantar 30–45 min.
** Willis–Molloy: NaCl sat, llenando el tubo hasta el borde con la Sc sat y colocando un portaobjetos en
la superficie del tubo, dejando decantar 30-45 min.
** Sheather: Sc sat de sacarosa, centrifugando 1 min a 1500 rpm o siguiendo la técnica de Willis Molloy.

35. Técnicas de enriquecimiento
(centrifugación o sedimentación;
flotación; métodos bifásicos)
Métodos bifásicos
Métodos bifásicos: Charles - Barthelemy (Ácido cítrico – formol – éter)

36. Métodos Especiales
(Baermann; Harada-Mori; Graham;
eclosión de huevos; rto de huevos; cultivo)
Baermann
Strongyloides stercolaris

37. Métodos Especiales
(Baermann; Harada-Mori; Graham;
eclosión de huevos; rto de huevos; cultivo)
Baermann
Se basa en el termotropismo de las larvas.
H
2O 40-42°C
1-3 hs
Separación de las larvas de las heces.
Recuperación de larvas vivas de nematodes
(Strongyliodes spp. y fitoparásitos)
Strongyloides stercolaris – larva rhabditiode

38. Métodos Especiales
(Baermann; Harada-Mori; Graham;
eclosión de huevos; rto de huevos; cultivo)
Harada-Mori
Basada en el hidrotropismo de las larvas.
Cultivo de larvas filariformes: Strongyloides spp.,
Necator spp., Ancylostoma spp.

39. Métodos Especiales
(Baermann; Harada-Mori; Graham;
eclosión de huevos; rto de huevos; cultivo)
Test de Graham
Detección de huevos de Enterobius
vermicularis (oxiurus).
Toma de muestra con cinta de celulosa o
gasa, a la mañana antes de levantarse e
higienizarse.
Al menos 4 muestras seriadas.
Cinta: sobre portaobjeto.
Gasa: en Sc fisiológica, recuperando el
sedimento por centrifugación.

41. Métodos Especiales
(Baermann; Harada-Mori; Graham;
eclosión de huevos; rto de huevos; cultivo)
Test de eclosión de huevos
Schistosoma spp.

42. Métodos Especiales
(Baermann; Harada-Mori; Graham;
eclosión de huevos; rto de huevos; cultivo)
Test de eclosión de huevos
Determinar viabilidad de huevos de Schistosoma spp. (miracidios vivos)
Basada en el fototropismo positivo de los miracidios liberados por los huevos.
Muestra: orina o materia fecal.

43. Métodos Especiales
(Baermann; Harada-Mori; Graham;
eclosión de huevos; rto de huevos; cultivo)
Recuento de huevos
Seguimiento de la evolución de una infestación, eficacia de un tratamiento.
Estimación de la carga parasitaria en el caso de:
Ascaris lumbricoides
Trichuris trichiura
Uncinarias
Stoll
Kato
Deposiciones de 24 hs
4g heces + 15 ml NaOH
Recuento en 150 µl
Deposiciones de 24 hs
50 mg en porta - cubrir con papel celofán c
glicerina, agua y verde de malaquita.
Dejar 1h para que se aclare
# huevos contados x 100 =
#huevos/4 g de heces

44. Métodos Especiales
(Baermann; Harada-Mori; Graham;
eclosión de huevos; rto de huevos; cultivo)
Técnica de cultivo
Cultivo de larvas filariformes: Strongyloides
spp., Necator spp., Ancylostoma spp.
Imita las condiciones de la naturaleza.

45. Coloraciones permanentes
(colorante tricrómico de Gomori;
hematoxilina férrica; Ziehl Nelsen;
Ziehl Nelsen modificada)
Colorante tricrómico de Gomori
Tinción de muestras frescas y fijadas.
Observaciones:
Fondo: verde,
Citoplasma de protozoarios: azul – púrpura
Cromatina: rojo o rojo - púrpura
Entamoeba histolytica – dispar
- quistes
Entamoeba histolytica –
GR en el citoplasma - trofozoíto
Entamoeba coli - quiste

46. Coloraciones permanentes
(colorante tricrómico de Gomori;
hematoxilina férrica; Ziehl Nelsen; Ziehl
Nelsen modificada)
Hematoxilina férrica de
Heindenhain
Método largo y engorroso.
Observaciones:
Tinción azul grisácea
Núcleos e inclusiones más
oscuras.
Tinción de muestras frescas y fijadas. D. fragilis
* Hematoxilina 5% p/v, EtOH 50%v/v, sulfato de amonio
ferroso 5% p/v, sulfato de amonio férrico 5%p/v, HCl cc
5%v/v.
D. fragilis trofozoítos de
Giardia intestinalis
Quistes de Entamoeba
histolytica
I. buetschlii trofozoíto

47. Tinciones-coloraciones transitorias
(lugol; solución iodoidura de D’Antoni;
MIF; azul de metileno)
Lugol
Entamoeba histolytica - quiste
E. coli - quiste
Blastocystis hominis - quiste

48. Clasificación
Platelmintos
Nematelmintos
Trematodes
Cestodes
Nematodes
Helmintos

49. Cestodes
•Los cestodes son gusanos platelmintos que tienen
forma acintada
•Son hermafroditas y no poseen aparato digestivo
•El alimento lo absorben a través de la cutícula
externa
•La cabeza o Escolex es el órgano de fijación, poseen
ventosas y en ocasiones ganchos
•Ciclofilideos: losproglotides no presentan orificios de
postura
•Pseudofilideos: los huevos se eliminan al exterior en
forma inmadura, a través de un orificio de postura

50. Taenias spp

51. hymenolepis nana
CESTODE

52. Hymenolepis diminuta

53. Nematodes
•Son gusanos cilíndricos
•Tienen sexo separados: Dioicos, en general los
machos son mas pequeños que las hembras
•La parte posterior de los machos termina en
forma enrollada, las hembras en forma recta
•El gusano adulto tiene cutícula
•Tienen migración larval a través de los tejidos
corporales

54. Enterobius Vermicularis

55. necator americanus y ancylostoma
duodenale

56. Ascaris Lumbricoides

58. EJERCICIOSDE
APLICACIÓN…