Procedimiento para efectuar una determinación de un exudado faríngeo

Procedimiento para realizar la determinación de un exudado faríngeo.

1. NOMBRE DEL ALUMNO: AUREA AIDA AGUILAR FELIPE



CATEDRÁTICO: AUREA RAMOS PARRA



SUBMÓDULO PROFESIONAL: APLICAR TÉCNICAS BACTERIOLÓGICAS BÁSICAS



TAREA: REPORTE DE LA PRACTICA DEL LABORATORIO, RESULTADOS DE LAS PRUEBAS.



SEMESTRE: 3° GRUPO: “A”



FECHA DE ENTREGA: 31 DE DICIEMBRE DEL 2009

2. PROCEDIMIENTO PARA EFECTUAR UNA DETERMINACIÓN DE UN EXUDADO
FARÍNGEO; CON CADA UNO D LOS PASOS QUE SE SIGUEN HASTA EL ANTIBIOGRAMA.

 EXUDADO FARÍNGEO 
FARÍNGEOCULTIVO

1.- Indicaciones al paciente:
a) No asearse la boca
b) No ingerir agua
c) No ingerir alimentos
d) Presentarse al laboratorio lo más temprano posible (7am)

2.- Manifestaciones clínicas que presenta el paciente:
a) Inflamación
b) Enrojecimiento
c) Puntos purulentos
d) Pus

3.- Procedimiento previo para la toma de muestra:
a) Bata puesta y cerrada (limpia)
b) Limpiar la mesa y esterilizada
c) Solicitar el material
d) Prender el mechero, este debe estar cerca del paciente, traer el asa bacteriológica, 2
hisopos y 2 abatelenguas estériles, los medios de cultivo que utilizaran en la toma de muestra,
se deben descintar las cajas y colocarlas con la tapa hacia abajo.

4.- Preparar al paciente psicológicamente:
a) Recibirlo amablemente
b) Indicarle donde se va a sentar (lugar cómodo)
c) Explicarle la toma de muestra brevemente, es decir, abrir la boca diciendo ahh!!, y que
con un abatelenguas estéril tocara la lengua presionándola suavemente, que introducirá el
hisopo y tocara la parte infectada “Prueba rápida”, no causara ningún malestar.

5.- Toma de muestra:

5.1.- Quitar la envoltura al abate lenguas e hisopo, e inmediatamente se le indica al paciente
que abra la boca.
5.2.- Se le introduce el abatelenguas aplicando presión y con la otra mano se toma la
muestra de la lesión, rotando suavemente el hisopo, ahora se quema el abatelenguas, y con el hisopo
y la caja petri cerca del mechero del área estéril se siembra de inmediato en hisopada o estrías
cuadrantes directamente con el hisopo.

3. a) Estriar directamente con el hisopo después de la toma de muestra:









b) Hacer un inoculo y con el asa bacteriológica posteriormente estriar:



b.1) hacer un inoculo
b.2) quemar el hisopo
b.3) esterilizar el asa
b.4) estriar con el asa en las cajas…
nota: no mientras se estrían en cada caja.
b.5) después de terminar de estriar se esteriliza el asa

5.3.- Etiquetar las cajas: Nombre del paciente, fecha y hora, nombre del medio, nombre de la
muestra.
5.4.- colocarlos en pila de monedas con la tapa hacia abajo (5 máx.) y sellarlas.
5.5.- Llevarlas a incubar a 37°C

4. DESPUÉS DE LAS 24hrs. DE INCUBACIÓN


1.- Limpieza y esterilización de la mesa
2.- Prender el mechero
3.- Tener los materiales a utilizar; pinzas, asa, cajas, quitarles el encintado a las cajas y dejarlas a
cierta distancia del mechero, los colorantes para la tinción al gran, el soporte para teñir, portaobjetos
limpios y secos, lápiz graso, agua destilada, aceite de inmersión, peróxido para la catalasa y plasma
para la coagulasa.
4.- Tomar la caja, abrirla en el área estéril, visualizar las colonias que utilizaremos para identificar la
bacteria patógena.
5.- Hacer el frotis:

5.1.- Utilizar el portaobjetos limpio y seco y enumerar
5.2.- Marcar con el lápiz graso en el portaobjetos el número progresivo de las colonias.
5.3.- Esterilizar el asa, enfriarla, introducirla en el agua destilada y colocar de 1-2 gotas en
todos los portaobjetos y esterilizar el asa.
5.4.- Al terminar volver a esterilizar el asa.
5.5.- Fijar el frotis al calor; tomar el frotis, pasar por la flama del mechero y por el dorso de la
mano de 4-6 veces.
5.6.- Llevar a teñir.

6.- Tinción al Gram:
6.1.- Colocar el frotis sobre el soporte
6.2.- Cubrir totalmente con Cristal Violeta 1 min. Desechar la solución, enjuagar con agua de
la llave y escurrir.
6.3.- Cubrir con Lugol 1 min. Desechar la solución, enjuagar con agua de la llave y escurrir.
6.4.- Cubrir con Alcohol Acetona 10 seg. Desechar la solución, y escurrir.
6.5.- Cubrir con Safranina 20 seg. Desechar la solución, enjuagar con agua de la llave y
escurrir.
6.6.- Tomar el papel sanitario y limpiar la parte de abajo del portaobjetos, dejar secar el
frotis.

7.- Examen microscópico:
7.1.- Colocamos el aceite de inmersión
7.2.- Enfocamos con 10x
7.3.- Observamos a 100x, sin pasar por 40x, con el micrométrico giramos hacia enfrente a
hacia atrás buscando la imagen nítida.

8.- Interpretación microscópica.

Bacteria Gram positiva Gram
negativa
Colonia 1 Staphylococcus +
Colonia 2 Staphylococcus +

5. 9.- Bioquímicas
 Catalasa 
En portaobjetos
a) Se coloca una gota de solución de peróxido de hidrogeno H2O2 al 3% sobre un portaobjetos,
b) Y sobre esa solución se vierte una pequeña cantidad de la colonia seleccionada.
c) La formación de burbujas (liberación de oxigeno) indica una prueba positiva.

En tubos de ensaye
a) En un tubo de ensaye se colocan unas gotas de H2O2 y
b) Mezclando la colonia con cuidado, el burbujeo es liberación de oxigeno y nos indica que es
positiva.

 Fundamento de la prueba de la catalasa 
La enzima catalasa descompone el agua oxigenada (H2O2) peróxido de hidrogeno en agua
y oxigeno; formula 2H2O2  2H2O + O2  de esta manera las bacterias se protegen del efecto
tóxico del H2O2, que es un producto final del metabolismo aerobio de los azucares.

 Coagulasa 
En portaobjetos
a) Se coloca una parte de la colonia en una gota de plasma y se mezcla.
b) Debe balancearse el portaobjetos antes de 3 min. Se puede presentar coagulo.
c) Una prueba positiva: formación de una capa gruesa, espesa, mucosa; es le coagulo. Los
testigos negativos, deben ser confirmados por pruebas en tubo.

En tubos de ensaye
a) Se emulsionan una o más colonias n un tubo con 0.5ml de plasma.
b) Se incuba a 35 o 37°C y se checa la formación del coagulo a las 24hrs.
c) Es fundamental porque puede suceder que las fibrinolisinas del S. aureus lisen el coagulo a las
18hrs. De incubación y de esta manera se produzcan pruebas falsas negativas.

 Fundamento en la prueba de la coagulasa 
S. aureus posee dos tipos de coagulasa:
a) Una endocoagulasa o coagulasa ligada; esta actúa directamente sobre el fibrinógeno
provocando la formación del coagulo o grumos cuando se mezcla una suspensión bacteriana
con plasma.
b) Una exocoagulasa o coagulasa libre; que actúa mediante la activación de un factor (CFR.) el
cual reacciona con el fibrinógeno produciéndose un coagulo de fibrina.
Nota: los estreptococos no poseen enzimas coagulasa, por lo tanto es negativa esta bioquímica
para ellos.

10.- Interpretación de resultados:
Se observa la formación el coagulo total o parcial u en la otra prueba se observan el
burbujeo si la prueba es positi

6. ANTIBIOGRAMA

 Fundamento de la prueba 
Se fundamenta en colocar un disco impregnado con determinada cantidad de
antimicrobianos, sobre un medio solido (Hinton Mueller) inoculado con bacterias, el antimicrobiano
difundirá hasta en interior de la difusión; el factor crítico será que el disco contenga la cantidad
correcta de cada antimicrobiano.

 Cada multidisco contiene aproximadamente 
 Multidiscos Gram Positivos 
Ampicilina AM 10 mcg Eritromicina E 15 mcg
Cefalotina CF 30 mcg Gentamicina GE 10 mcg
Cefatoxina CTX 30 mcg Petloxacina PEF 5 mcg
Ceftazidina CAZ 30 mcg Penicilina PE 10 u
Ceturoxina CXM 30 mcg Tetraciclina TE 30 mcg
Dicloxacilina DC 1 mcg Trimetoprim SXT
sulfametoxazol 25 mcg

 Multidiscos Gram Negativos 
Amikacina AK 30 mcg Cloranfenicol CL 30 mcg
Ampicilina AM 10 mcg Gentamicina GE 10 mcg
Carbenicilina CB 100 mcg Nitilmicina NET 30 mcg
Cefalotina CF 30 mcg Nitrofurantriana NF 300 mcg
Celftriaxona CRO 30 mcg Trimetoprim SXT
sulfametoxazol 25 mcg

 Multidiscos Combinados 
Amikacina AK 30 mcg Enoxacina ENX 10 mcg
Ampicilina AM 10 mcg Eritromicina E 15 mcg
Cefalotina CF 30 mcg Netrilmicina NET 30 mcg
Celftriaxona CRO 30 mcg Penicilina PE 10 u
Cloranfenicol CL 30 mcg Trimetoprim SXT
Dicloxacilina DC 1 mcg Sulfametoxazol 25 mcg

 Manejo de la prueba 
a) En una caja Hinton Mueller, con 25 mls del medio solidificado, las placas se guardan en el
refrigerador selladas y con la tapa hacia abajo (para evitar contaminación); antes de
usarse se sacaran las placas de HM 30 min. antes para eliminar la humedad excesiva.
b) Con el asa bacteriológica estéril y fría, en el área estéril, se toma la colonia patógena y se
estría o se inocula mediante emparrillado fino, la inoculación debe ser homogénea al
terminar se esteriliza el asa, se deja y
c) Tomamos una pinza, la introducimos en alcho y la llevamos a la flama, la llevamos al
área estéril que termine de arder, enfriar, ya estéril fría, tomamos la caja que contienen
los sencidiscos, la destapamos en el área estéril y tomamos con la pinza 1 sencidisco,
tapamos la caja (área estéril) tomamos con la otra mano la placa del emparrilladlo fino
y colocamos el sencidisco con la misma pinza y presionamos el sencidisco en diferentes
áreas de él, para que se adhiera al emparrillado, cerramos la caja.

7. d) Se sella la caja, se etiqueta y se lleva a incubar colocándola en la incubadora con la tapa
hacia abajo a 37°C por 24hrs.

Nota: Hay que recordar que se debe limpiar la mesa antes de:

 Después de 24hrs. 
a) Quitamos el encintado, abrimos la caja en el área estéril, para visualizar los halos; es decir la
ausencia de bacterias o el desarrollo de ellas.
b) La medición de los halos de inhibición se hace con una regla o plantilla para medir los mm
correspondientes, se requiere una fuente luminosa para visualizar la presencia o ausencia de
los halos. La lectura se efectuara sobre la superficie del agar. (caja sellada, a través del fondo
se observan los halos, en los cuales se miden con la regla pegados a la caja petri en el halo
correspondiente).
c) El velo o swamim que producen el proteus spp. (especies) se descarta. Porque cubren los
halos y no permiten leerlos.

 Interpretación de resultados 

Nombre del Género:
Nombre de la especie:
Nombre binominal:
Clasificación
Resistentes ®
Intermedios (I) o susceptibles (S)

8. Siembra, Frotis, Fijacion
Tincion al gram, Bioquimicas
Antibiograma, Reporte