Toma, conservación y envío de muestras de animales

Toma, conservación y envío de muestras de animales

1. Universidad de Cuenca Facultad de Ciencias Agropecuarias Escuela de Medicina Veterinaria y Zootecnia Bacteriología y Micología María Estela Encalada Paredes

2. Toma, conservación y envío de muestras de animales

3. Bioseguridad

4. Recipientes aprobados para desperdicios de riesgo biológico

5. RELACIÓN DE LOS GRUPOS DE RIESGO CON NIVELES DE BIOSEGURIDAD TIPO DE LABORATORIO, PRÁCTICAS Y EQUIPOS

6. Examen (laboratorio)

7. FASES EN LA REALIZACION Fase Pre analítica Fase Analítica Fase Post analítica

8. FASE PRE-ANALITICA Evaluación del paciente o especímenes Solicitud de pruebas. Selección del especimen: recolección, conservación, empaque, envío, transporte y recepción de muestras en el laboratorio

9. FASE ANALÍTICA Revisión y ejecución de métodos y técnicas de laboratorio e interpretación de los resultados

10. FASE POST- ANALÍTICA Introducción de resultados, mediante diferentes formas de producción científica: informes, ensayos, casos clínicos, monografía, tesina, tesis, etc. Canalización de los resultados a diferentes instituciones, empresas, como también a profesionales con trabajo independiente.

11. Normas generales Identificación de las muestras Consideraciones generales

12. Historia clínica Vestimenta Instrumental Procedimientos

13. Especie Sitio de punción Calibre/Longitud (pulgadas) Equinos V. Yugular 14 - 18/ 2.5 – 3.0 Bovinos V. Yugular, coxígea, ventral o subcutánea, abdominal 14 - 18/ 2.5 – 3.0 Ovinos V. Yugular 16 - 18/ 2.5 – 3.0 Caprinos V. Yugular 16 - 18/ 2.5 – 3.0 Porcinos V. Cava anterior, auricular externa 19 - 21/ 1.5 – 4.0 Aves Cardíaca, V. Radial 21 - 27/ 1.0 Hámster Cardíaca 22 – 25/ 1.5 Caninos Cefálica. Safena 20 – 22/ 1.5 Felinos Femoral. Cefálica. Safena 20 – 22/ 1.0 Conejos Cardíaca, V. Yugular, auricular 19 – 23/ 2.0 Cuyes Cardíaca 22 – 25/ 2.5

14. Empaque

15. Conservación Doble caja Externa e interna Gel refrigerante Hielo: seco, natural

16. Para coprocultivo Para bacterias anaerobias AMIES Carbón activado y sin carbón activado TIOGLICOLATO SÓDICO CARY BLAIR FORMOL AL 10% AMORTIGUADO Para histopatología MEDIOS DE TRANSPORTE

17. Hisopo con muestra (medio Stuart) MEDIOS DE TRANSPORTE

18. MEDIOS DE TRANSPORTE

19. Toma de muestras con hisopos cloacales para ver la prevalencia de Campylobacter en granjas de broilers

20. RECIPIENTES SEGÚN TIPO DE MUESTRAS PARA CULTIVO Sangre: en botella de hemocultivo/ en tubo estéril con anticoagulante Otros (LCR, articulares, pleurales, etc): en tubo estéril/ en medio de cultivo (BHI caldo)/ en jeringa estéril con aguja sellada (caucho o corcho). Orina: frasco estéril en refrigeración Leche: tubo estéril en refrigeración Tejidos y órganos: frasco estéril en refrigeración/ solución estéril de glicerina al 50% en solución salina. Coprocultivos: hisopo (cotonete) de heces en recipiente (tubo) con medio de CARY BLAIR

21. Bolsas de Riesgo Biológico

22. Envío

23. MUESTRAS PARA CULTIVO BACTERIOLÓGICO Tejidos y órganos Hisopos Heces Leche Orina Cerebro

24. ENFERMEDADES QUE REQUIEREN CONSIDERACIONES ESPECIALES Antrax (carbón bacteridiano) Pierna negra (carbón sintomático) Edema maligno Metritis equina contagiosa Enterotoxemia clostridial Paratuberculosis (Enfermedad de Johne) Micoplasmosis Disentería porcina Campilobacteriosis Brucelosis

25. Micosis superficiales Micosis profundas Muestras de alimentos Cultivos micóticos

26. HEMOCULTIVOS

27. CONDICIONES CLÍNICAS QUE SUGIEREN UNA INFECCIÓN POR ANAEROBIOS Exudados mal olientes. Infecciones profundas causadas por la penetración de una mucosa o piel. Tejido necrótico, gangrena o formación de una pseudomembrana. Gas en el tejido o exudado. Endocarditis con hemocultivo negativo. Infección asociada con una condición maligna u otra enfermedad que produce destrucción de tejido y afecta la circulación. Heridas causadas por mordedura. Abscesos o infecciones que no responden a terapia con gentamicina u otros aminoglucósidos. Pleuritis séptica, neumonía por aspiración. Fracturas asociadas con trauma grave de tejidos. Infecciones asociadas con cirugías del sistema gastrointestinal. Procesos sépticos como el piometra. CULTIVOS ANAEROBIOS

28. MUESTRAS ADECUADAS PARA CULTIVO ANAEROBIO Líquidos corporales normalmente estériles (pleural, peritoneal, LCR, bilis, líquido articular). Muestras quirúrgicas de lugares normalmente estériles. Muestras de abscesos y aspirados de heridas profundas. Aspirados trans-traqueales. Sangre recolectada apropiadamente.

29. Viales y tubos con atmósfera anaerobia y base de agar con indicador para transporte de líquidos o hisopos RECIPIENTES PARA ANAEROBIOS Hisopos con atmósfera anaerobia Tubos con atmósfera anaerobia y medio de transporte prerreducido para líquidos e hisopos

30. MUESTRAS NO ADECUADAS PARA CULTIVO ANAEROBIO Saliva Muestras cervicales o vaginales. Heces. Exudados traqueales, naso traqueales y faríngeos. Efluentes de ileostomía y colestomía. Piel y exudados de heridas superficiales. Muestras de orina excepto las obtenidas por punción.

31. MUESTRA DE AGUA Frascos estériles de boca ancha Evitando al máximo la contaminación ANÁLISIS DE AGUA

32. Si el tiempo de traslado de la muestra de agua al laboratorio excede más de seis horas, mantener a tº entre 6-10 ºC; Esto evita valores falsos ANÁLISIS DE AGUA

33. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE LECHE AL LABORATORIO Para estudio bacteriológico: Lavar, enjuagar y secar la ubre. Con una solución de alcohol al 70% desinfectarse las manos. Con la misma solución y utilizando algodón desinfectar los pezones. Dejar secar durante dos minutos. Ordeñar recogiendo 3 mL aproximadamente, en un recipiente estéril sin tocar los bordes, tomando proporcionalmente de todos los cuartos. En casos de que la infección esté plenamente localizada en uno de los cuartos, o se requiera localizar el cuarto afectado, siguiendo las mismas recomendaciones, tomar 2 a 3 mL de leche del cuarto afectado, o de cada uno por separado. Identificar las muestras correctamente y mantenerlas refrigeradas hasta su llegada al laboratorio.

34. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE HERIDAS ABIERTAS Y EXUDADOS AL LABORATORIO

35. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE ABSCESOS, EDEMAS Y LÍQUIDO ARTICULAR AL LABORATORIO

36. TOMA Y ENVÍO DE ÓRGANOS Y TEJIDOS AL LABORATORIO

37. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE EXUDADO PREPUCIAL AL LABORATORIO

38. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE SEMEN AL LABORATORIO

39. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE FETO Y PLACENTA AL LABORATORIO

40. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE SECRECIÓN VAGINAL AL LABORATORIO

41. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE HECES FECALES AL LABORATORIO

42. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE TEJIDOS (HISTOPATOLOGÍA) AL LABORATORIO

43. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE ORINA AL LABORATORIO

44. TOMA Y ENVÍO DE SANGRE AL LABORATORIO Consideraciones generales para la toma de muestras de sangre. Para exámenes hematológicos. Frotis sanguíneo. Para estudio químico o serológico Para estudio bacteriológico Para pruebas de coagulación

45. Sangre

46. Cerdos

47. Método para obtener sangre de la vena cava superior de un cerdo

48. Vena Marginal

49. Bovinos

50. Yugular

51. Coccígea

52. Ovinos

53. Yugular

54. 1 2 3

55. 5 4

56. 6

57. Equinos

58. Yugular

59. Perros

60. Yugular

61. Método para obtener sangre de la vena yugular de un perro

62. Cefálica

63. Método para obtener sangre de la vena cefálica de un perro

64. Método para obtener sangre de la vena cefálica de un perro

65. Gatos

66. Femoral

67. Método para obtener sangre de la vena femoral de un gato

68. Conejos

69. Auricular

70. Aves

71. Yugular

72. Radial

73. Cubital Cutánea

74. Metatarsal

75. Animales silvestres

76. Suero Se inclinan tubos

77. Sin anticoagulante No refrigeración 24 horas Congelar Sin coágulo Varios días, suero Correcta retracción del coágulo

78. ANEXOS

79. Disección Apertura de la cavidad torácica

80. Apertura de la cavidad abdominal. Extracción de pulmones y traquea.

81. Intestino con extremos anudados

82. Toma de hígado ovino

83. Toma: contenido del cuajar ovino

84. Toma: líquido torácico ovino

85. Toma: muestra nasal, porcino

86. 155 Muchas gracias