Toma de muestras microbiológicas 2018 (1)

Ofrecer recomendaciones generales para la toma y transporte de muestras microbiologicas.

Revisar los procedimientos de toma de muestra en microbiología y micobacterias

Revisar y discutir la importancia clínica de la toma de muestra de hemocultivos

Describir el proceso para solicitud y toma de muestras de estudio de reeareglos (Filmarray)

1. TOMA DE MUESTRAS MICROBIOLOGICAS LABORATORIO CLINICO MICROBIOLOGIA 2018

2. OBJETIVO DE LA CHARLA : Ofrecer recomendaciones generales para la toma y transporte de muestras microbiologicas . Revisar los procedimientos de toma de muestra en microbiología y micobacterias Revisar y discutir la importancia clínica de la toma de muestra de hemocultivos Describir el proceso para solicitud y toma de muestras de estudio de reeareglos (Filmarray)

3. CONSIDERACIONES GENERALES Entender la importancia de la apropiada identificación, selección , recolección y transporte de muestra clínicas . Toda muestra debe ir acompañada de una orden medica y debe ser marcada con los siguientes datos básicos : nombre del paciente , Historia clínica , especificar tipo de muestra y sitio anatómico ), fecha y hora recolección , nombre quien obtiene la muestra. Toda muestra debe ser recolectada antes de iniciar la terapia con antibióticos . Evitar contaminar la muestra con la flora normal del sitio anatómico , asegurando una muestra representative del proceso infeccioso . Seleccionar e identificar el sitio anatómico correcto del cual obtener la muestra clínica y utilizar técnicas y materiales estériles apropiados . Recolectar volúmenes adecuados de muestra El tiempo máximo para transporte de especímenes biológicos debe ser corto . Las muestras para estudio de anaerobios no deben ser refrigeradas y deben ser colectadas en recipientes que mantengan condiciones libres de oxígeno, Muestras de líquido espinal, especímenes de vagina, oído interno y ojos no deben ser refrigeradas.

4. TOMA DE MUESTRA

5. ORINA MICCION ESPOTANEA Realizar higiene de genitales , en la mujer lavar el vestíbulo vaginal con agua y jabón , secar muy bien , separar los labios e iniciar la micción . En el hombre se debe retraer el prepucio , laver el meato urinario con agua y jabón . Secar muy bien e iniciar la micción con el prepucio retraído

6. Cateterismo Trans- uretral Sonda Vesical P ermanente Lavado de manos y uso de guantes limpios . Aseo exhaustivos de genitales Cambio de guantes limpios por guantes esteriles . Insertar el cateter asepticamente . Desechar la primera porcion de orina y enviar al laboratorio la segunda . Pinzar la sonda media hora. Realizar desinfeccion con alcohol 70 % en el Puerto Y Puncionar la sonda con jeringa esteril . Envasar en frasco esteril ( evite enviar en jeringas )

7. Punción S upra-púbica Indicacion del procedimieto (criterio clínico) Limpieza y desinfeccion del sitio a puncionar . Puncion y aspirado de orina Envasar la orina en frasco esteril y rotular Enviar al laboratorio Bolsa Pediátrica Aseo riguroso de genitales externos Colocar la bolsa colectora Estar pendiente de la miccion para retirarla y evitar derrames Si no hay miccion , cambiar la bolsa C/20 minutos Enviar al laboratorio , perfectamente cerradampara evitar derrames .

8. LÍQUIDOS DE CAVIDADES CORPORALES Toma de muestra: Explicar al paciente y/o acompañante el procedimiento y solicitar su colaboración. Se realizara solo por personal medico entrenado. Técnica varia dependiendo del tipo de liquido corporal que se requiera , pero siempre debe seguirse una técnica rigurosamente aséptica . Realizar asepsia y antisepsia con Gluconato de Clorhexidina al 2% en asociación con alcohol isopropílico al 70% utilizando gasas estériles. La recolección se realizara en tubos estériles separados especificando los estudios de laboratorio: estudio químico (tubo seco) estudio citológicos ( tubo con anticoagulante) estudios microbiológicos ( tubo seco

9. Líquidos de Cavidades Corporales Volumen de muestra Liquido cefalorraquídeo: Es seguro obtener hasta 20 mL en un adulto si la presión es normal. En casos de hipertensión, que se puede inferir durante el procedimiento de punción, es mejor obtener menor volumen, hasta 2 mL . Liquido serosos: en proceso de derrames se pueden recolectar 20 a 50 ml. Volumen minimo de 10 ml Liquido sinovial : La cantidad de líquido presente variará dependiendo de la articulación y de la cantidad de líquido acumulado, el cual puede incrementarse hasta unos 25 mL en una inflamación. En algunos casos solo se pueden obtener algunas gotas, las que sirven para un análisis microscópico o bacteriológico

10. Piel Y T ejidos Blandos Heridas Abiertas Procedimiento que require técnica aséptica recomendable realizarlo en cirugía. Lavar con solución salina, realizar desbridamiento de la superficie de la herida, buscando eliminar el tejido necrótico y detritus. Con un medio de transporte con hisopo, tomar muestra del tejido celular subcutáneo, los bordes de la herida o la base de la lesión. En heridas muy secas, impregnar el hisopo con solución salina estéril para realizar la toma de la muestra o instilar SS y aspirarlo inmediatamente. Especificar el sitio anatómico donde se tomo la muestra.

11. Heridas cerradas Procedimiento que require técnica aséptica recomendable realizarlo en cirugía. Realizar asepsia y antisepsia de la piel y áreas circundantes con Gluconato de Clorhexidina al 2% en asociación con alcohol isopropílico al 70 % Seleccionar un área en la cual se encuentre la piel intacta y realizar la punción con la jeringa; una vez en el interior, aspirar el material. inocular el contenido de la jeringa en los medios de transporte requeridos para los diferentes cultivos solicitados en la orden médica. Especificar el sitio anatómico donde se tomo la muestra.

12. TOMA DE MUESTRA TRACTO RESPIRATORIO. Esputo Contiene microorganismos y material producto de las secreciones del arbol respiratorio . Explicar al paciente de forma clara como tomar una Buena muestra de esputo . Puede ser espectorado de forma espontanea o con el uso de nebulizacion son SS tibia. El paciente debe enjuagarse la boca con agua ( sin pasta dental) retirarse la protesis dentales si estan presentes . Indicar que la toma de la muestra se debe hacer en un lugar ventilado y con acceso de luz natural

13. SR para diagnostico de tuberculosis debe recogerse tres muestras. La persona debe expectorar tres veces en el recipiente para lograr obtener un buen volumen y una cantidad representativa 3- 5 mililitros. Muestra esputo inducido El procedimiento se debe realizar en un sitio con buena ventilación por personal entrenado para esto, se deben usar respiradores N 95 – N 100 desechables. Transportar inmediatamente al laboratorio a temperatura refrigeración. Esputo

14. J ugo gástrico El procedimiento se debe realizar en un sitio de toma de muestras con buena ventilación por personal entrenado para esto. Se debe hospitalizar la persona de 24 a 72 horas . La toma de la muestra se hace antes que el paciente despierte (para que no inicie peristaltismo. La cantidad mínima recuperada debe ser de 20 ml . Se debe obtener muestras seriadas durante tres días consecutivos, con el fin de aumentar la posibilidad diagnóstica . Transportar inmediatamente al laboratorio a temperatura refrigeración .

15. Biopsia pulmonar Las biopsias deben ser tomadas por médico especialista Recolectar en Recipiente estéril con tapa de cierre hermético que contenga solución salina o agua destilada estéril fresca La biopsia debe ser conservada a 4°C y transportada en solución salina o agua destilada estéril fresca . Enviar al laboratorio protegidos de la luz directa Especificar el sitio de toma de la biopsia. NO SE PROCESA GENEXPERT

16. Lavado Bronquial, Lavado Broncoalveolar Cepillado Bronquial Se encuentran indicados donde el esputo no ha sido conclusivo y se continua con sospecha de infección bacteriana, fúngica o viral. Son las ideales para la realización de cultivos, estudios citopatológicos y pruebas de biología molecular. Por medio del fibrobroncoscopio , se puede obtener lavado broncoalveolar del segmento pulmonar deseado, instilando volúmenes variables de solución salina normal (0,9%), el volumen aspirado puede ir 10 a 100 ml alicuotados para los idferente estudios. Tiene utilidad en el diagnostico de infección de M. tuberculosis Deben ser recogidas en frascos estériles de boca ancha. El transporte de las muestras hasta el labora torio debe realizarse lo más pronto posible, idealmente dentro de las dos primeras horas después de tomadas las muestras manteniéndose a temperatura ambiente (l raka , 2012).

17. HEMOCULTIVOS Por que debemos hemocultivo ? La presencia de microorganismos en la sangre es un evento de relevancia CLÍNICA y TERAPEUTICA El desenlace del evento dependerá de: Sistema inmunológico Microorganismo infectante Foco de la bacteriemia Un diagnostico microbiológico apropiado.

18. HEMOCULTIVOS El hemocultivo es un examen mas utilizado para determinar si hay microorganismos en sangre o en otros líquidos corporales normalmente estériles, obtenidos de un paciente con sospecha de sepsis o infección localizada. Solo entre el 10% y el 15% de los Hemocultivos muestran crecimiento y aproximadamente en la mitad de ellos crecen contaminantes. Esto puede plantear la cuestión de si los médicos utilizan los parámetros clínicos adecuados en los pedidos de los hemocultivos o si los procedimientos usados no son los pertinentes.

19. Puntos Críticos en Hemocultivos La toma de muestra es un punto crítico . La tasa de contaminación no debe exceder el 3% de los hemocultivos . CLSI Principles and procedures for blood cultures: approved guideline. CLSI document M47-A. Wayne (PA): Clinical and Laboratory Standards Institute; 2007 PUNTOS CRITICOS RECOMENDACIONES Intervalo de toma muestra Los hemocultivos deben ser obtenidos de manera simultanea ( en un corto plazo) Numero de hemocultivos Se deben tomar 2 o 3 sets ( 1 set corresponde a 2 botellas) por episodio . Volumen de sangre Para adultos los volúmenes recomendados son de 20 a 30 ml por sets. Para infantes o niños, el volumen de sangre extraida no debe ser mayor del 1% del volumen total de sangre del paciente. Tiempo de incubación Se recomiendan 5 días de acuerdos a estudios. Tipo de botellas los cultivos de sangre de rutina deben incluir un par de botellas aerobicas y anaeróbicas ( correspondiente a 2 botellas anaeróbicas y 2 aerobicas )

20. HEMOCULTIVOS- Toma de muestra VOLUMEN DE SANGRE Parámetro mas Importante para favorecer la recuperación de microorganismo. En adultos el volumen sugerido: Número de sets de sangre, por episodio Volumen de sangre por set, por episodio 2 a 3 sets Aerobio + Anaeróbico 10 ml por botella 20 ml por set ADULTOS <1 mes de edad: 0,5ml >36 meses de edad: 4,0ml D e 1 a 36 meses de edad: 1,0ml En niños, el volumen dependerá del peso Debe tomarse de preferencia ANTES de que el paciente reciba tratamiento antimicrobiano (IV o VO)

21. Toma de hemocultivos pediátricos En neonatos y prematuros se recomienda tomar dos juegos, cada uno con un volumen mínimo de 0.5 mL .

22. HEMOCULTIVOS- Toma de muestra CUANTAS BOTELLAS TOMAR? Idealmente 2 set de hemocultivos ( 4 hemocultivos) tomadas de sitios diferentes con intervalos minimo de 20 min y máximo 1 hr . Para el diagnostico de Bacteriemia asociada a catéter , tomar una botella de la línea central y de preferencia 2 botellas periféricas Nota: la botella centrales sin toma de periféricas tienen limitada utilidad clínica. Se recomienda siempre incorporar una botella anaeróbica.

23. Toma de muestra-Procedimiento Es el paso mas importante para garantizar que el resultado del hemocultivo es clínicamente útil. Antisepsia El flebotomista debe contar siempre con : Guantes estériles Bata antifluidos Mascarilla facial o tapabocas Gafas protectoras G orro . Realizar antisepsia con clorhexidina alcohólica al 2% En situaciones de hipersensibilidad utilizar yodopovidona Dejar secar minimo 30 segundos antes de realizar la punción PRECAUCION EN NEONATOS : en pacientes menores de dos meses se recomienda utilizar alcohol isopropilico al 70% o clorhexidina alcohólica al 0,5%

24. Toma de muestra-Procedimiento Realizar higiene de manos e inmediatamente colocar guantes estériles . Colocar torniquete y campo estéril (opcional) Palpar la vena a puncionar Realizar antisepsia en una zona de piel de unos 10 cm de diámetro alrededor del sitio de venopunción con gasas estériles impregnadas de Gluconato de Clorhexidina al 2% en asociación con alcohol isopropílico al 70%, frotando el área . No hay evidencia de círculos en la limpieza pero si una fricción vigorosa Dejar secar durante 30 segundos. realizar la venopunción utilizando un ángulo de la aguja de 30 grados. Mantener la aguja estable durante el procedimiento . N o tomar sangre arterial Retirar la aguja con cuidado al terminar la venpunción y colocar un vendaje adhesivo en el área.

25. Limpiar el tapón de goma del frasco de hemocultivo con alcohol 70 %. Inyectar el volumen de la muestra indicado a la botella correspondiente (Recomendable inocular primero la botella anaerobica ) Mezclar por inmersión las botella al menos tres veces, para evitar formación de coagulados . Descartar la aguja en el contenedor de residuos cortopunzantes Rotular la botella de forma adecuada y transportar al laboratorio de forma inmediata. Toma de muestra-Procedimiento

26. Rotulado de botella Rotular las botellas con el nombre y apellido y numero de historia de paciente Indicar sitio ( vena periférica o cateter central) y hora de toma de muestra En ningún caso se rotulara, se desprenderá o pegara ningún tipo de etiqueta adhesiva sobre los códigos de barras de las botellas

27. Transporte de los hemocultivos Transporte se debe hacer lo antes posible < 2 horas Los hemocultivos nunca deben refrigerarse, ni transportarse con pilas de hielo !! Esto afecta los resultados de las pruebas ( CLSI M47A,2012). A temperatura ambiente preferiblemente 20-25°C

28. El cultivo cuantitativo (método de MAKI) es el método que provee mayor exactitud para hacer el diagnóstico. Siempre para poder realizar este procedimiento, se requiere el retiro del dispositivo y la toma de hemocultivos simultáneos. (CLSI M47A, 2012). Antes de tomar la muestra de la punta del catéter, obtener los juegos de hemocultivo por venopunción periférica y el juego de hemocultivo a través del catéter central, según indique la orden médica. PUNTA DE CATETER

29. PUNTA DE CATETER Desinfectar con alcohol al 70% una zona de piel de unos 10 cm correspondiente a la zona de entrada de catéter. Repetir la misma operación con iodóforo, dejando que se seque. Retirar el catéter con la máxima asepsia Con pinzas y las tijeras estériles cortar los 5 cm distales del catéter que corresponde ala porción Intra - vascular Introducir el segmento en un tubo estéril Enviar al laboratorio en un periodo inferior a 30 minutos.

30. En conclusión - Hemocultivo En la Toma de muestra, la asepsia y antisepsia es un proceso clave para reducir los aislamientos de microorganismo considerados contaminantes. El volumen de sangre obtenido durante la toma de hemocultivos es el factor determinante en la recuperación del microorganismo causante de la infección. La tasa de aislamiento de patógenos obtenidos de hemocultivos aumenta con la cantidad de sangre tomada; por tanto, los hemocultivos pueden ser falsamente negativos si el volumen inoculado en la botella es insuficiente. No se recomienda la toma de un solo juego de hemocultivos en pacientes adultos y niños. En pacientes adultos idealmente se debe obtener un volumen mínimo de 5 ml por botella y en neonatos y prematuros con un volumen mínimo de 0.5 mL . Intercambiar agujas para la inoculación en las botellas, no mejora la sensibilidad del procedimiento y por el contrario puede aumentar el riesgo de un accidente de riesgo biológico . Para el diagnostico de Bacteremia asociado a catéter, el cultivo de catéter tiene poca utilidad clínica, se debe incoporar una bbotella de la línea central y 2 botellas periféricas.

31. TOMA DE MUESTRA PARA ANÁLISIS DE ESTUDIO DE REARREGLOS ( FILMARRAY)

32. PANEL RESPIRATORIO Revisión de documentación requerida Ficha epidemiológica (fichas 345 y 348) Resumen o evolución historia clínica Orden medica Verificación de orden medica correspondiente a los profesionales responsables .   Entrega de medio de transporte viral para la toma de muestra de Hisopado Nasofaríngeo Hisopo nasofaringeo (dacron o nylon) + Medio transporte viral universal al (VTM )

33. 15 Panel Respiratorio PANEL RESPIRATORIO- HISOPADO NASOFARINGEO NOTA: Es muy importante girar el hisopo cuando llega a la faringe por unos 5 segundos, para tener una tasa de positividad más alta . El procedimiento puede producir tos o estornudos en el paciente, por lo tanto, se debe utilizar todos los elementos de protección personal incluyendo tapabocas, gafas de protección o carilla. I nmovilizar e incline la cabeza del paciente. Introducir suavemente el hisopo a lo largo del suelo de la cavidad nasal bajo el cornete medio hasta que se alcance la pared posterior de la nasofaringe cuidando de no insertarlo hacia arriba; la distancia de la nariz a la oreja puede servir de guía para calcular la distancia que se deberá insertar el hisopo. Mantenga el hisopo en el área de inserción y Rote el hisopo por cinco segundos y luego retírelo lentamente. Colocar el hisopo en el tubo con el medio de transporte . Rotular la muestra con el nombre y número de identificación del paciente y la hora de recolección . Enviar inmediatamente al laboratorio de microbiología

34. Panel Meningitis Conservación: 1 dia a Temperatura Ambiente o 4 ºC 7 días PANEL MENINGITIS- LCR M uestra: los especímenes de LCR se deben recoger a través de una punción lumbar y no deben ser centrifugados. Volumen mínimo 200 microlitros (aproximadamente 5 gotas). Es siempre preferible mandar una cantidad mayor que lo mínimo necesario. LCR hemorrágicos, turbios o amarillos no interfieren en la prueba se pueden usar. Revisión de documentación requerida Ficha epidemiológica Resumen o evolución historia clínica Orden medica   Verificación de orden médica por profesional responsable y su histórica clínica para la pertinencia en la solicitud del panel .

35. 16 Heces en medio de transporte Cary Blair Comprobar que no se sobrepase la línea negra de llenado máximo, Si es superior a esta la línea descartar y recoger una nueva muestra, con hisopo y tubo PANEL GASTROINTESTINAL- HECES Revisión de documentación requerida Resumen o evolución historia clínica Orden medica   Verificación de orden médica por profesional responsable Entrega de medio de transporte para la toma de muestra de heces.   Se realizara panel a partir de muestras diarreicas, de lo contrario no se realizara el montaje del panel . Recogida de los especímenes de heces: Los especímenes de heces deberán recogerse en medios de transporte Cary Blair de acuerdo con las instrucciones del fabricante . Transporte y almacenamiento: Los especímenes deberán procesarse y ensayarse lo antes posible, aunque se pueden almacenar a temperatura ambiente o con refrigeración durante un máximo de cuatro días.

36. Panel Sepsis Conservación : Dentro 8 horas como hemocultivo positivo Para la indicación del mismo se tomara en cuenta los reportes del Gram de la botellas de hemocultivos que evidencie   Cocos Gram positivos en dos (2) botella de hemocultivos con crecimiento en las primeras 16 horas   Gram Negativos o Blastoconidias en una (1) botella de hemocultivo. . La solicitud del panel se debe tener presencia de hemocultivos positivos y se debe solicitar dentro de las 6 horas de reporte de positividad de la coloración de Gram.   NOTA: se procesara una sola botella   Verificación de orden medica correspondiente a los profesionales responsables.   PANEL SEPSIS- HEMOCULTIVO POSITIVO Sangre a partir de HEMOCULTIVO POSITIVO