UNIDAD 3 PRODUCCIÓN DE POST LARVAS DE CAMARÓN.pptx

diapositivas sobre produccion de post larvas de camaron

1. PRODUCCIÓN DE POST LARVAS DE CAMARÓN SEGUNDA PARTE.

2. DETERMINACIÓN DEL TAMAÑO DEL LABORATORIO DE POST LARVA VOLUMEN DE CRIA LARVAL NORMAS: Densidad inicial: nauplios por litro Densidad final: 54 pl5/litro Duración de la cria hasta pl5 : 15 días. Numero de crías por tanque y por mes: 1,4 (teniendo en cuenta el tiempo de secado y llenado). El volumen necesario para la cría larval es:

3. Ósea 16 tanques de 14 m3 (224 m3). Sin embargo para respetar la organización moduladora se incrementa el volumen, logrando así 16 tanques de 18 m3 *. Los tanques son reagrupados de dos en dos * 18 m3 = volumen útil, serian 20 m3 del volumen del tanque.

4. Numero de tanques para eclosión de artemia Depende de varias situaciones: Necesidad masiva de artemia. Calidad de huevos de artemia. Variabilidad del consumo de artemia dependiendo del estadio larval: 10 N/día misys – 100 N/ día pl 5. Considerando una media de consumo de 40 N/larva/ dia . Asumiendo 1´080.000/ tanque, considerando el 50% consumen artemia: 16 tanques × 50 % × 1 080 000 × 40 = 345 000 000 nauplio/día

5. Con las normas siguientes : 250 000 huevos de Artemia/gr ; Una tasa de eclosión de 40 % ; 1 gr de huevos/litro. El volumen necesario es : El volumen útil de cada estanque es de 600 litros y el ciclo de eclosión y cosecha es de 2 días ; por consiguiente, se necesita :

6. La descapsulación se debe diferenciar entre los quistes sin descapsular e individuos descapsulados ya fueran huevos (E1), prenauplios (E2) o nauplios. Con estos datos se realizó el cálculo de la eficiencia de descapsulación (%). Individuos descapsulados % de descapsulación= -------------------------------------- x 100 Individuos totales En la eclosión se anotaban el número de huevos no eclosionados y por otro lado el de individuos eclosionados ( prenauplios y nauplios). Pudiendo así calcular la eficiencia de eclosión (%). Individuos eclosionados % eficiencia de eclosión = -------------------------------------- x 100 Individuos totales

7. Protocolo general de descapsulación y siempre de Artemia. Hidratación de los cistos por 1 o 2 horas en agua potable o de baja salinidad ( dulce). Solución descapsuladora: 2 litros de cloro liquido, 40 a 60 gramos de hidróxido de sodio (soda caustica) puede usar hielo o no, según habilidad del técnico. Sembrar entre 1 a 2 gramos de cistos por cada litro de agua salada. El tiempo de descapsulación es variado, depende de muchos factores, observar el cambio de coloración de los cistos al momento de perder el corion. La siembra en los tanques dependerá del protocolo del distribuidor, algunos usaran activadores otros no.

8. Producción de algas. El cultivo se realiza por etapas sucesivas en volúmenes de capacidades crecientes : Tubo de ensayo → erlen de 250 ml → erlen de 5 l → recipiente de 30 1 → tanque de 300 litros (en sala de algas) → tanque de 1,5 m3 (cultivo exterior). Las algas empleadas como alimento larval deben sacarse y utilizarse durante la fase de crecimiento de su cultivo para que su calidad sea óptima. Además, se debe tener un cuidado muy particular en las diferentes manipulaciones, para evitar a las cepas cualquier contaminación de organismos exteriores y su degeneración. La densidad con la que cada técnico desea trabajar, determina el volumen de algas masivo requerido.

9. Fertilización de masivos: stimufol 12 gr/ton metasilicato 6 gr/ton .

10. Especies de algas Chaetoceros gracilis : diatomea marina céntrica de vida solitaria, esqueleto silíceo compuesto por dos valvas las cuales se separan para formar dos células nuevas por división vegetativa, rectangular, mide de 4 a 6 micras sin incluir las setas, son de color café dorado bajo el microscopio, tolera altas temperaturas creciendo hasta los 37 °C con un optimo de 25 – 30°C. la salinidad mínima de crecimiento es 6%° máxima 50 %°, crece mejor a 25 %° y bajo iluminación de 500 a 10,000 lux

11. Tetraselmis chuii . Crecen en condiciones de luz normal, de 15 – 33°C de temperatura y salinidad entre 15 – 36%°, considerada como alga menos nutritiva ( Enright , 1984) y un poco grande para ingerir en zoea . Mide de 10 a 15 micras y dan color verde cuando las concentraciones se incrementan, llegando a densidad de 500.000 cel /ml. Isochrysis sp , son las mas fáciles de cultivar mide de 3 a 5 micras, llegan a la densidad de 300 a 700 mil cel /ml. Thalassiosira : alga marina, de 4 a 4 micras con altos porcentaje de lípidos y carbohidratos, vitamina B, pigmentos carotenoides y clorofila, asegura nutrición completa, garantizando crecimiento y vitalidad a los animales. Tetraselmis Isochrysis Thalassiosira

12. Cultivo de algas exteriores o repique. Una funda ( carboy ) de algas en 250 litros de agua. Fertilizar 12 gr de stimufol + 8 gr. Metasilicato por tonelada. Realizar conteo de células de recepción . Mantener luz constante y aireación.

13. Parámetros a considerar en un sistema de cultivo Las especies algales predominantes dentro de un sistema abierto dependen de factores ambientales, operacionales y parámetros biológicos (McGriff & McKinney 1972, Park et al. 2011a, Abdel- Raouf et al. 2012). . En un sistema cerrado se pueden lograr cultivos monoespecíficos aislados del medioambiente (Posten 2009). Las microalgas en un cultivo deben cumplir con 3 condiciones: alta tasa de crecimiento; alta tolerancia a la variación estacional y diurna si es un sistema abierto; y buena capacidad para formar agregados para una cosecha por simple gravedad (Park et al. 2011b). Altos niveles de componentes celulares valiosos (por ejemplo lípidos para generación de biodiesel) también podrían ser deseables (Martínez 2008, Park et al. 2011a, Abdel- Raouf et al. 2012)

14. Luz: La intensidad lumínica es uno de los principales parámetros a considerar en un cultivo (Contreras-Flores Vol. 49, Nº 2, 2014 159 Revista de Biología Marina y Oceanografía et al. 2003). En ausencia de limitación por nutrientes, la fotosíntesis se incrementa con el aumento de la intensidad lumínica, hasta alcanzar la máxima tasa de crecimiento específica para cada especie en el punto de saturación por luz (Park et al. 2011a). Pasado este punto, se alcanza el punto de fotoinhibición, con resultados perjudiciales para la misma célula e incluso la muerte, implicando pérdida de eficiencia fotosintética y productividad del cultivo (Contreras-Flores et al. 2003, Richmond 2004, Martínez 2008, Park et al. 2011a). Temperatura: La producción algal aumenta proporcionalmente con la temperatura hasta alcanzar la temperatura óptima de cada especie. Por encima de esta, aumenta la respiración y la fotorrespiración reduce la productividad global. La temperatura óptima varía entre las especies, pero en general está entre 28° y 35°C (Park et al. 2011a).

15. p h y co2 El pH del cultivo está influenciado por varios factores como la productividad algal, la respiración, la alcalinidad y composición iónica del medio de cultivo, la actividad microbiana autotrófica y heterotrófica y la eficiencia del sistema de adición de CO2 (Martínez 2008, Park et al. 2011a). El pH puede controlarse con un sistema automatizado de inyección de CO2 , o incluso, con adicción de ácido o base permitiendo además, suministrar CO2 necesario para cultivos de alta productividad ( Berenguel et al. 2004, Martínez 2008, Sialve et al. 2009). Se han realizado variados estudios sobre las capacidades de diferentes microalgas para la fijación de CO2 desde diversas fuentes gaseosas (Mann et al. 2009, Wang et al. 2010, Ho et al. 2011, 2012), considerándose altamente eficientes en este proceso (Ho et al. 2012)

16. nutrientes Nitrógeno: es el nutriente más importante para las microalgas (después del carbono) y se incorpora como nitrato (NO3 - ) o como amonio (NH4 + ) ( Grobbelaar 2004, Martínez 2008, Abdel- Raouf et al. 2012). También un factor crítico para regular el contenido de lípidos de las microalgas (Park et al. 2011a). Típicamente, las microalgas tienen un contenido lipídico aproximadamente del 20% ( Benemann 2008 y Chisti 2008 en Park et al. 2011a), pero cuando el nitrógeno se convierte en el factor limitante del crecimiento, la acumulación de los niveles de lípidos aumenta en má s de 40% (Park et al. 2011a, Ho et al. 2012, Ho et al. 2013). El fósforo es fundamental en muchos procesos celulares, tales como la formación de ácidos nucleicos y transferencia de energía ( Grobbelaar 2004). Aunque el contenido en fósforo de las microalgas es menor al 1%, su deficiencia en el medio de cultivo es una de las mayores limitaciones al crecimiento. En los medios de cultivo suele incorporarse en forma de HPO4 2- o HPO4 - ( Grobbelaar 2004, Martínez 2008)

17. Oxigeno disuelto La intensa fotosíntesis realizada durante el día en sistemas de cultivo puede aumentar los niveles de oxígeno disuelto a saturación > 200%. Se cree que una elevada saturación podría afectar la productividad de algas. En 2001 Molina et al. (en Park et al. 2011a) determinó que a una saturación del 200% existe una reducción del 17% en la productividad, mientras que a 300% se reduce en un 25%. Todavía se requiere más investigación para demostrar el efecto de altos niveles de oxígeno (Park et al. 2011a).

18. Desinfección de áreas de producción Esterilización: cuando todas las células vivas, esporas, virus y virones son eliminados o destruidos de un objeto o habitad. Desinfección: el control y eliminación de microorganismos que pueden causar enfermedades, realizados generalmente por agentes químicos. Saneamiento: frecuentemente se relaciona con la desinfección, consiste en la reducción de población microbiana a niveles que se consideren seguros para ciertos propósitos.

19. Método de control de microorganismos Agentes físicos : a.- calor seco o calor húmedo, la muerte microbiana aparentemente resulta de la oxidación de las células constituyentes y la desnaturalización de las proteínas. La temperatura en ebullición no es suficiente para matar endoesporas , necesitándose temperaturas mayores entre 115 a 121°c durante 30 minutos (Austin., 1991). El calor seco consigue esterilización a temperaturas de 170°C por periodos de 2 – 3 horas ( Colwell et al. 1972). b.- Filtración: buena alternativa para reducir poblaciones bacterianas en materiales sensibles al calor y muchas veces puede ser usada para esterilizar soluciones.

20. C.- Radiación ultravioleta : la longitud de onda de aprox. 260 nm es letal, pero no penetra el cristal, agua, superficies sucias u otras sustancias de forma eficaz, se utiliza para desinfectar y/o esterilizar en determinadas circunstancias, (Prescott, 1993). El efecto germicida de la luz ultravioleta, se cree asociado a su absorción por varios componentes orgánicos moleculares esenciales para funcionamiento celular. La disipación de la energía por excitación causa rotura de enlaces insaturados especialmente en purinas y pirimidinas, produciéndose progresivamente cambios bioquímicos letales ( Huff et al., 1965). Eficaz en eliminación de vibrios sp y Pseudomonas sp en aguas contaminadas (Brown y Russo, 1979) D.- Radiación ionizante: radiación gamma, buen desinfectante y esterilizante y a diferencias de las radiaciones ultravioleta, penetran profundamente en los materiales. Se usa en alimentación para aumentar su duración y y productos frescos como vegetales y pollo.

21. Agentes químicos. Importante especialmente por la seguridad de quienes lo utilizan y los organismos que no se desean eliminar del sistema de cultivo. Fenoles : utilizados como antisépticos y desinfectantes, actúan como desnaturalización de proteína y destrucción de membrana celular. Tiene gran poder penetrante en materia orgánica, es bactericida y fungicida a concentraciones de 1 al 2 % y al 5% es capaz de destruir esporas del Antrax ( Bacillus antracis ) en 48 horas (Manual Merck, 1993). Alcoholes: Bactericidas y fungicidas, pero no esporicidas, algunos virus que tienen lípidos también son destruidos. Los mas germicidas conocidos son el isopropanol y el etanol al 70 – 80%. El efecto antimicrobiano se relaciona con su solubilidad en lípidos, dañando la membrana bacteriana y su capacidad para precipitar proteínas protoplasmáticas. No son eficaces frente a esporas bacterianas (Manual Mercck , 1993).

22. HALÓGENOS. Son productos derivados del cloro que actúa por oxidación de materiales celulares y el yodo que actúa como oxidando componentes de la célula e iodinando proteínas celulares. El cloro es potente frente a bacterias, virus, protozoarios y hongos sobre todas las superficies y el agua, las soluciones acuosas de cloro son consideradas agentes oxidantes fuertes siendo los mas visibles el acido hipocloroso y clorhídrico, resultando de la reacción de sales como hipoclorito de calcio e hipoclorito de sodio. Esta limitado su efecto a la presencia de solidos suspendidos, que sirven como sustrato para las bacterias. Actúa con el amoniaco siendo mas eficaz, las aguas con pH bajos son mas fáciles de desinfectar, el pH alcalino ioniza el cloro y reduce su actividad diminuyendo su permeabilidad (Manual Merck, 1993). Cuando se trabaja con cloro, se debe tener en consideración niveles de nitritos, ya que pueden dar una reacción falsa de presencia de cloro cuando se analizan los niveles de cloro con oortotolidine (Arellano, 1990).

23. AGENTES ALQUILANTES Los mas comunes son el formaldehido y el glutaraldehído, oxido etilénico y el oxido propilénico . Presentan actividad frente a bacterias, virus, hongos y esporas. (Manual Merck, 1993). El oxido etilenico se utiliza en la industria química para producir otros compuestos (sobre todo etilenglicol, que se emplea como anticongelante en instalaciones de frío), Por otro lado, se utiliza como agente esterilizante, especialmente para materiales que son sensibles al calor, como utensilios médicos o de laboratorio.

24. Agentes oxidantes. Loa mas usados son sales de magnesio (permanganato sódico y permanganato potásico) y el agua oxigenada. Son oxidantes enérgicos, lo que les confiere su acción desinfectante. Ejercen efecto germicida de acción corta sobre la mayoría de los microorganismos, mediante la liberación de oxigeno naciente, que altera irreversiblemente sus proteínas (Babor, 1965; Manual Merck, 1993)

25. Para el uso de estos desinfectantes 1.- Se debe conocer su actividad antimicrobiana, seleccionando aquellos que sean de amplio espectro y eficaces a baja concentraciones. 2.- Deberán ser soluble en agua u otros solventes en la cantidad necesaria para su uso efectivo. 3.- Los cambios en las sustancias deberán ser mínimo y no tener perdida significativa en su actividad germicida. 4.- No debe ser toxico a humanos ni animales. 5.- La proporción debe ser uniforme en su composición, de manera que los ingredientes activos estén presentes en cada aplicación. 6.- Deben ser efectivo frente a microorganismos sin necesidad de variar la temperatura para mejorar su efectividad.

26. MICROBIOLOGIA Esta área debe estar vinculada a cada uno de los procesos de producción y las metodologías van a variar dependientemente del sistema de cultivo y los sitios de muestreo. No obstante, es considerada un área de control de calidad que ayuda a la prevención y diagnóstico de enfermedades de manera oportuna, logrando así optimizar los procesos de producción (Cuellar et al., 2014).

27. Agar TCBS es utilizado como medio de cultivo selectivo para el aislamiento y cultivo de Vibrio cholerae , Vibrio parahaemolyticus y otras especies de Vibrio a partir de alimentos contaminados, heces y agua. Agar TCBS es también conocido como Agar Tiosulfato-Citrato-Bilis-Sacarosa o como agar selectivo para Vibrios . La sacarosa es el azúcar fermentable que, junto a los indicadores de pH azul de bromotimol y azul de timol, le dan el carácter diferencial al medio. Por tal motivo, con este medio es posible diferenciar las cepas fermentadoras de sacarosa de las no fermentadoras. Las colonias de las cepas fermentadoras de sacarosa se desarrollan de color amarillo y harán virar el medio de verde a amarillo por la producción de ácidos. Las no fermentadoras crecen translúcidas y el medio queda del color original (verde).

28. Agar (agar cetrimida ) se utiliza para el aislamiento selectivo de Pseudomonas aeruginosa a partir de muestras clínicas. En BD Pseudosel Agar, la peptona sirve como fuente de nitrógeno, y el glicerol se utiliza como fuente de carbono y energía. Agar glucosado de Sabouraud es usado para cultivar hongos y tiene un pH bajo que inhibe el crecimiento de la mayoría de bacterias, además tiene un antibiótico (gentamicina) que inhibe específicamente el crecimiento de bacterias gramnegativas . https://fb.watch/k-1nuiQwZN/

29. larvicultura Generalidades. * Adecuar reservorios dependiendo de las necesidades o el numero de pl a producir durante el ciclo. * Colocar bolsas filtrantes a la salida del agua. * Trabajar con agua ozonificada en la limpieza de los tanques larvarios no usar escobas o cepillos. * Usar esponjas y desinfectantes para el lavado de los tanques * La temperatura debe estar por encima de 32 hasta 34 °C * Los recambios se deben reducir al mínimo * Transferir las post-larvas a pl 5. * Realizar vacío sanitario después de cada corrida

30. DESINFECCIÓN Y SIEMBRA DE NAUPLIOS. Tratamientos para nauplios previo a su siembra: 50 ppm de yodo povidine por 60 segundos 25 ppm de yodo povidine por 3 minutos . 2 ppm de Chloramina T por 5 minutos. La densidad de siembra va a depender del tipo de cultivo sea este extensivo, semi-intensivo , intensivo o hiper-intensivo . Una vez que hayan llegado los nuevos animales para larvicultura, se debe calcular cuántos animales son necesarios por tanque (de 120 a 175 nauplios por litro). Considerar alimentar en base a la cantidad de población en el tanque y estimando las mortalidades y/o retrasos.

31. ACLIMATACIÓN DE NAUPLIOS Previos a ser sembrados, se debe proceder a un periodo de aclimatación. El proceso se basa en causar el menor estrés a los animales, por esta razón las fundas deben ser desinfectadas y colocadas en los tanques sin abrir, logrando de este modo que la temperatura interna de la funda alcance la temperatura del agua de los tanques de cultivo. Constatar que los parámetros físicos comunes de recepción de semilla de cultivo son: Temperatura 29-30,5ºC; Salinidad 30-35 g/l; Alcalinidad 125 - 220; ph 7-8; Oxigeno disuelto> 3mg/l

32. ESTIMACIÓN DE POBLACIONES. Se realizan acorde al estadio larvario, los mas comunes son el volumétrico y el gravimétrico. VOLUMETRICO . Se toman 4 muestras (250 ml cada una) en distintos puntos de los tanques, con un total de 1l. Se procede a contar cada muestra, se suman los resultados y se multiplican por el volumen (l) de agua en el tanque. GRAVIMETRICO : Se toman muestras de 1 gramo cada una y se contabilizan. Este valor se multiplica por la biomasa presente en el tanque y se conoce la cantidad de larvas presentes. (Recomendado para estadíos superiores a PL10 y cosechas, puesto que es necesario extraer toda la biomasa del tanque).

33. Bitácoras de seguimiento de procesos

34. Alimentación.

35. DIETAS ALGAS. Según necesidad, estadio DIETA DE ARTEMIA: artemia muerta, artemia viva, artemia sustituta o xenobiótica . DIETA SECA: según granulometría, estabilidad en el agua. DIETA LIQUIDA: según el tamaño. Hasta 50 u. 100 – 300 u 50 – 150 u 300 – 500 u

36. Aspectos críticos en la calidad de las postlarvas Para el desarrollo de las diferentes dietas liquidas se tomaron en cuenta los siguientes pasos Nutrición de calidad: permite impulsar el máximo potencial genético de los organismos. ✓ Bioseguridad: prácticas de producción adecuadas para asegurar larvas de la mejor calidad sanitaria. ✓ Genética: facilita el desarrollo de programas de selección y mejoramiento genético. Las características de las dietas liquidas se ajustan al ciclo de cultivo del camarón y toman en consideración diferentes requerimientos de la etapa larvaria. Alimentos de alta digestibilidad y fácil absorción y rango de tamaño de partículas adecuadas para el desarrollo.

37. Microencapsulación.   T ecnología de empaquetamiento de materiales sólidos, líquidos o gaseosos. Las microcápsulas selladas puede liberar sus contenidos a velocidades controladas bajo condiciones específicas, y pueden proteger el producto encapsulado de la luz y el oxígeno. La entrega de nutrientes a la etapa larvaria de manera efectiva y eficiente. El proceso de microencapsulación genera perlas estabilizadas y perfectamente hidratadas con el tamaño adecuado y la homogeneidad ideal para facilitar el comportamiento de alimentación natural de los camarones. La estructura básica en capas de las microcápsulas evita la pérdida de nutrientes por lixiviación

38. ALIMENTACIÓN Uno de los factores más importantes en la larvicultura es la alimentación, los tipos de alimento; así como la calidad en los mismos, siendo clave en el desarrollo y supervivencia de los organismos dentro de los cultivos. Esto puede significar la diferencia entre tener una producción con una supervivencia >50% por baja calidad de agua e insumos o tener un >65% de supervivencia con condiciones favorables y una nutrición optima. La alimentación de los organismos variará según el estado fisiológico del organismo, de acuerdo su estadío larvario y la disposición del biólogo/técnico encargado de la producción (Arellano, 1993).

39. PASOS ADECUADOS PARA UNA BUENA ALIMENTACIÓN. Pesar el alimento a suministrar de forma individual para cada tanque. Adicionar en referencia a la tabla de alimentación: vitaminas, minerales, probióticos, entre otros. Hidratar en un volumen adecuado para la correcta distribución en el tanque. Distribuir el alimento de manera uniforme en los tanques de cultivo, siempre aplicando las respectivas normas de bioseguridad. (Arellano, 1993) Nota: Todos los alimentos y aditivos suministrados deben estar debidamente registrados y validados por los organismos competentes en materia de calidad y seguridad alimentaria (FAO, 2004). Además, considerar el ciclo circadiano de la especie a cultivar, ayuda a un correcto aprovechamiento de los alimentos (Molina, 2003).

40. CONTROL DE CALIDAD DE LA LARVA La evaluación de las condiciones de las larvas debe realizarse de manera periódica. Tomar decisiones sobre la renovación de agua, alimentación y otras actividades. Las larvas de cada tanque deben ser inspeccionadas mínimo cuatro veces cada día, Inicialmente inspección visual de la larva, de las condiciones del agua y del balanceado. Se puede tomar una muestra de larvas con un vaso de precipitado e inspeccionarlas a simple vista y también deben ser analizadas al microscopio. (FAO, 2004)

41. OBSERVACIÓN MACRO Y MICROSCOPICA. Se hacen observaciones sobre el estadio de la larva, salud, actividad, comportamiento, abundancia de comida y heces en el agua. Se deben guardar registros de los parámetros de calidad del agua y de la cantidad de comida en el tanque. La misma muestra de larvas u otra diferente, debe ser también llevada al laboratorio para un examen más detallado al microscopio, lo que proporcionará la información sobre el estadio, condición, alimentación y digestión; así como de la presencia de cualquier enfermedad o deformidad física (FAO, 2004). Se pueden enviar muestras, una o dos veces durante el ciclo, para el análisis en laboratorio de PCR y microbiología, para la búsqueda de enfermedades virales y/o bacterianas. (FAO, 2004).

42. OBSERVACIONES DE NIVEL 1 Las observaciones de Nivel 1 están basadas en aspectos visuales de la larva y las condiciones del agua que puedan ser apreciadas fácilmente a simple vista, tomando animales del tanque en un vaso de precipitado de cristal. Hay que prestar especial atención principalmente al comportamiento o actividad de las larvas, comportamiento natatorio (de acuerdo con su estadio), calidad del agua, presencia de comida y heces; y posteriormente, en la disparidad y homogeneidad de tamaño (FAO, 2004).

43. ACTIVIDAD NATATORIA La actividad natatoria de las larvas cambia a lo largo del ciclo, aunque de forma característica. Los estadios zoea nadarán rápida y constantemente hacia delante, normalmente en círculos, para alimentarse filtrando fitoplancton. El estadio mysis , por comparación, nada hacia atrás mediante sacudidas intermitentes de sus colas, manteniéndose en la columna de agua y alimentándose de fitoplancton y zooplancton. Post-larva , de nuevo vuelve a nadar rápida y constantemente hacia delante. Los primeros estadios son planctónicos, aunque por lo menos desde PL4-5 en adelante, migrarán al bentos para buscar alimento, a menos de que sean mantenidos en la columna de agua mediante una fuerte aireación. Dentro de cada uno de estos distintos modos de nadar, si observamos que el >95% de las larvas nadan activamente, entonces son puntuadas con un 10; si están activas del 70-95%, se puntúa 5; y si son <70% las activas entonces se puntúa 0 (FAO, 2004).

44. N1 N2 N4 N3 N5

45. Zoea 1 Zoea 2 Zoe 3

46. Misys 1 Misys 2 Misys 3

47. Órgano / Tejido Función Músculo abdominal estriado Contracciones rápidas para escapar de los depredadores Antenas Sensores táctiles (detección de depredadores) Glándula antenal Excreción y mantenimiento del balance osmótico Anténulas Quimiorreceptores Ciegos hepáticos anterior y posterior Hasta la fecha su función es desconocida Exoesqueleto Soporte y barrera protectora Intestino (boca, esófago y estómago) Captura, proceso de masticar y almacenamiento temporal del alimento Branquias Respiración, excreción, osmorregulación y fagocitosis Hepatopáncreas Digestión, absorción de nutrientes y almacén Órgano linfoide Encapsulación y fagocitador de antígenos Mandíbulas, palpo mandibular y escafognatito Sensores táctiles, para tomar las partículas de alimento y movimiento de agua sobre las branquias Intestino medio Absorción y excreción del alimento Pereiópodos y pleópodos Locomoción y quimiorrecepción .

48. FOTOTAXIS El estadio zoea debe mantener una fototaxis positiva muy fuerte y moverse hacia la luz. Para comprobar esto, se toma una muestra de larvas y se colocan en un recipiente traslúcido cerca de una fuente de luz y se observa el desplazamiento de los animales. Si el 95% o más de las larvas resultan fuertemente atraídas hacia la luz, las larvas se encuentran en buen estado y se puntúa 10 (FAO, 2004). Si el 70-95% responde, se consideran aceptables y se anota 5; para menos del 70% se consideran débiles y se puntúa 0 (FAO, HILOS FECALES Durante el estadio zoea 1, cuando se alimenta a los zoea casi exclusivamente con algas, se pueden observar largos hilos fecales colgándoles del ano y suspendidos en la columna agua. Cuando el 90-100% de las larvas tienen esos hilos largos y continuos a lo largo de todo su tubo digestivo, y continuando fuera de su cuerpo, se les considera bien alimentados y se puntúa 10. Cuando entre el 70-90% tienen esos hilos, o son cortos o discontinuos, se anota 5; y cuando son <70% de las larvas las que carecen de este hilo, significa que no están comiendo y se considera 0 (FAO, 2004).

49. LUMINISCENCIA Este factor se observa directamente en el tanque de cría de las larvas estando en completa oscuridad. La luminiscencia de las larvas es debida a la presencia de bacterias luminiscentes como Vibrio harveyi . Si no se aprecia este fenómeno, se puntúa con 10, si se observa de una forma baja (hasta el 10% de la población) se anota 5; y para poblaciones con luminiscencia por encima del 10% se puntúa 0 (FAO, 2004). HOMOGENEIDAD DEL ESTADIO Este factor indica la uniformidad de los estadios larvarios en el tanque. Si el 80% o más de la población está en el mismo estadio, se les puntúa con 10, si están entre un 70-80%, la puntuación es 5; y para situaciones de menos del 70%, la puntuación es 0 (FAO, 2004). Se debe tener en cuenta que cuando se produce la muda en las larvas, es normal apreciar un decrecimiento en la homogeneidad, por lo tanto hay que considerar el momento en el cual se determina. Esta consideración también es cierta para las post-larvas cuando están mudando (FAO, 2004).

50. CONTENIDO INTESTINAL Los contenidos intestinales pueden ser observados en los estadío larvarios tardíos. El intestino se aprecia como una línea oscura que sale desde el hepatopáncreas, situado en la región de la cabeza de la larva y que es fácilmente visible si éstas son observadas en recipientes limpios, como un vaso de precipitado de cristal. Esto sirve como una guía muy útil de la dieta de la larva y la disponibilidad de alimento. Si se observa que la mayoría de las larvas están llenas, se puntúa 10. Si la mitad de las larvas tienen comida en el intestino, se anota 5; y para situaciones con <20% la puntuación es cero (FAO, 2004).

51. OBSERVACIONES DE NIVEL 2 Las observaciones de nivel 2 están basadas en el examen microscópico y de montaje en fresco. Si es necesario, se toma se toma una muestra aleatoria de al menos 20 larvas por tanque (más para tanques mayores). Se debe prestar especial atención: al estado del hepatopáncreas y los contenidos intestinales, necrosis y deformidades de los miembros, organismos del fouling y la presencia de baculovirus en las heces o hepatopáncreas de las larvas de los estadios superiores (FAO, 2004). CONDICIONES DEL HEPATOPÁNCREAS Y CONTENIDO INTESTINAL Las condiciones del hepatopáncreas ofrecen una indicación de la alimentación y la digestión. En larvas sanas que muestran una alimentación y digestión activa, el hepatopáncreas e intestino medio estarán llenos de pequeñas burbujas muy visibles (vacuolas digestivas o «lipídicas») y se apreciará una fuerte peristalsis en el intestino. Si el 90% de los animales muestreados presenten abundantes vacuolas lipídicas y/o el intestino lleno, se puntúa 10; si el porcentaje de individuos con vacuolas y/o el intestino moderadamente lleno está comprendido entre el 70-90%, se anota 5; y si son menos del 70% y/o el intestino está vacío, se puntúa 0 (FAO, 2004).

52. NECROSIS La necrosis del cuerpo y miembros de las larvas, la cual es una indicación de canibalismo o una posible infección bacteriana, se puede observar a la luz de un microscopio de baja potencia. Si no presentan necrosis se puntúa 10; donde <15% de los animales presenten alguna necrosis se anota 5; y donde >15% muestren necrosis, lo que indica que existe una infección severa, se puntúa 0 (FAO, 2004). DEFORMIDADES Las deformidades pueden indicar una baja calidad de los nauplios, si aparecen en los primeros estadios, e infecciones bacterianas o manejo inapropiado y estrés si lo hacen en estadios posteriores. Típicamente las finas setas de los miembros o del rostrum pueden aparecer torcidas, rotas o no estar presentes. La cola puede estar doblada, o el intestino terminarse antes de llegar al ano. Normalmente no existen remedios para estos problemas (salvo para el manejo descuidado), y las larvas deformes morirán. En determinados casos severos, puede ser preferible desechar todo el tanque lo más pronto posible y prevenir la propagación a otros tanques. Cuando no existan deformidades se puntúa 10, para <10% de casos se anota 5; y si son >10% entonces se puntúa 0 (FAO, 2004).

53. FOULING EPIBIONTE Las larvas pueden hospedar un amplio rango de organismos que pueden ser desde bacterias y hongos hasta protozoos de muchas especies. Estos atacarán normalmente el exoesqueleto de la cabeza y el cuerpo, y especialmente alrededor de las branquias de las larvas. Cuando las infecciones son ligeras, en la siguiente muda puede deshacerse del fouling sin mayores problemas, pero en casos severos el fouling persistirá o reaparecerá en el siguiente estadio, siendo indicativo de una baja calidad del agua y siendo necesario tomar medidas. Cuando el fouling está ausente se puntúa 10; si <15% tienen temporal o permanente fouling , se anota 5; y si son >15% de los organismos que están colonizados permanentemente, se puntúa 0 (FAO, 2004). Epistylis sp . Zoothamnium sp . melanización y necrosis multifocal

54. Lagenophrys sp . Ephelota sp . Ascophrys sp . Acineta sp . Vorticella sp .

55. BACULOVIRUS Los Baculovirus pueden ser normalmente detectados en preparaciones de hepatopáncreas enteros o aplastados (teñido con verde malaquita para el Monodon baculovirus ) o de hilos fecales en el casos de larvas de mayor tamaño. Se usan microscopios de luz de alta potencia para identificar los cuerpos virales característicos (los cuales, en el caso de MBV, son tetraédricos y de color oscuro). La aparición de Baculovirus está frecuentemente asociada al estrés, y vemos, que la reducción de los niveles de estrés, y vemos que la reducción de los niveles de estrés puede hacer disminuir con frecuencia la prevalencia y los problemas asociados a la depresión del crecimiento. Cuando los baculovirus están ausentes se puntúa 10; si <10% lo tiene, se anota 5; y si >10% están infectados, puntúa 0 (FAO, 2004).

56. HONGOS. Lagenidium spp . y el Sirolpidium spp . son hongos que pertenecen al grupo de los ficomicetos ; atacan principalmente a larvas y poslarvas de camarones y provocan altas mortalidades en los laboratorios de todo el mundo. Los quistes de las esporas de Lagenidium spp . germinan y el tubo de germinación penetra en la cutícula; generándose a partir de ese momento un rápido crecimiento del micelio dentro del huésped, se reemplazan los tejidos musculares y cuticulares, e invaden completamente con sus hifas a los organismos en su interior, las hifas son de color verde pálido con pequeñas inclusiones que refractan la luz . La infección por el Sirolpidium spp . se diferencia de la que produce el Lagenidium spp . en la penetración de las zoosporas, ya que este último lo hace a través de la boca, del ano, de las heridas y no penetra la cutícula. Sus esporas mótiles se observan al ser liberadas por el tubo de descarga el cual es más corto.

57. Hongo imperfecto Fusarium solani . Principal agente etiológico que produce infección micótica de hongos imperfectos. Infecta a juveniles, adultos y reproductores de peneidos y su distribución es mundial. Es difícil detectar las infecciones leves por estos parásitos; sin embargo, las lesiones por Fusarium solani son áreas amplias con melanización y en casos severos de infección afecta la totalidad del tejido, se observa principalmente en branquias “enfermedad de las branquias negras”, la base de los apéndices y en la cutícula. El diagnóstico para Fusarium solani , se realiza en montajes de las partes afectadas, como son: branquias, cutícula y pleópodos. En las muestras se observan microconidias ovoides que pueden tener un tabique y su tamaño oscila entre 8-16 x 2-4,5 μm y macroconidias (figuras 47 y 48), cuyo tamaño aproximado es de 28-65 x 4-6 μm

58. « BOLITAS» Las «Bolitas» es el nombre que recibe el síndrome en el que las células epiteliales del intestino y hepatopáncreas se desprenden y aparecen como pequeñas esferas dentro del tracto digestivo. Se cree que está causado por bacteria y puede ser letal. Para prevenir dicho síndrome han tenido éxito determinadas prácticas tales como sembrar rápidamente todo el laboratorio (entre tres y cuatro días), uso de probióticos y un manejo sanitario y alimenticio correcto (FAO, 2004). CRITERIO PUNTUACIÓN ESTADIO OBSERVACIONES Hepatopancreas (vacuolas lipídicas) Alto (>90%) 10 Todos los estadios Observaciones diarias (2 - 4x) Moderado (70-90%) 5 Bajo (<70%) Contenido intestinal Lleno (>95%) 10 Todo los estadios Observaciones diarias (2 - 4x) Moderado (70-95%) 5 Vacio (<70%) Necrosis Ausencia (0%) 10 Todos los estadios Observaciones diarias (2 - 4x) Moderado (<15%) 5 Severo (<15%) Epibiontes Ausencia (0%) 10 Todos los estadios Observaciones diarias (2 - 4x) Moderado (<15%) 5 Severo (<15%) “Bolitas”• Ninguna 10 Todos los estadios Observaciones diarias (2 - 4x) 1 a 3 5 >3 Baculovirus Ausencia (0%) 10 Mysis Observaciones diarias (2 - 4x) Moderado (<10%) 5 Severo (>10%)

59. OBSERVACIONES DE NIVEL 3 Las observaciones de Nivel 3 consisten en la utilización de técnicas moleculares e inmunodiagnósticos y no son normalmente requeridas hasta que las post-larvas no están preparadas para ser transferidas a las instalaciones de engorde. Las técnicas de PCR son las más comunes para realizar tests de la mayoría de los patógenos virales. No obstante, se recomienda el PCR por ser más sensible que el dot-blot (FAO, 2004). Criterios de clasificación de Nivel 3 para el control de calidad de larva ANÁLISIS OBSERVACIONES DETERMINACIÓN CUALITATIVA PUNTUACIÓN PCR WSSV Negativo 10 AHNPD Negativo 10 IHHNV Negativo 10 TSV Negativo 10

60. Análisis general de los criterios de clasificación para el control de calidad de larva CRITERIO OBSERVACIONES EVALUACION DE LA CALIDAD Opacidad muscular Musculo opaco en la cola de la Pl <5% 5-10% >10% Deformidades Deformidades en miembros y cabeza <5% 5-10% >10% Dispersión de tamaños (CV) Cálculo del CV del tamaño de la pl <15% 15-25% >25% Contenido intestinal Grado de contenido del tracto digestivo Lleno - moderado - vacio Color de hepatopáncreas Coloración relativa del hepatopancreas Oscuro, palido, transparente Condición del hepatopancreas Cantidad relativa de vacuoloas digestivas Abundante - Moderado Fouling epibionte Grado de fouling de epibionte <5% 5-10% >10% Mecanización Melanización del cuerpo o miembros <5% 5-10% >10% ninguno Desarrollo branquial Grado de ramificación de las lamelas branquiales Completo - Intermedio - Ligero Peristalsis intestinal Movimientto del musculo intestinal Alto - bajo Baculovirus Observación diaria ( - 4x) de Mysis Ausente 0% - Moderado <10% - severo >10% Relación músculo/intestino Comparación de la proporción, entre los grosor del musculo y el intestino >3:1 1 - 3:1 <1:1 “Bolitas” células desprendidas del hepatopancreas e intestino Numero de bolitas en el tracto digestivo. Ninguno - 1 a 3 - >3 Test de estrés Si < 75%, se recomienda otro test. 75%

61. Las post-larvas tienen que pasar la evaluación de Nivel 3: • Las muestras de post-larvas tienen que dar negativo en las pruebas de PCR para, AHNPD, IHHNV, WSSV y TSV. • En el supuesto de que las post-larvas pasen la evaluación de Nivel 3, se puede usar la siguiente guía para el Nivel 2: > Una puntuación de 100 representa un bajo riesgo de problemas severos de enfermedad. > Una puntuación de 65-100 representa un riesgo moderado de problemas severos de enfermedad. Una puntuación menor de 65 representa un alto riesgo de problemas severos de enfermedad. • En el supuesto de que los animales pasen la evaluación de Nivel 2, se puede usar la siguiente guía para el Nivel 1: > Una puntuación mayor de 30 representa un bajo riesgo de problemas severos de enfermedad. > Una puntuación de 20-30 representa un riesgo moderado de problemas severos de enfermedad. > Una puntuación menor de 20 representa un alto riesgo de problemas severos de enfermedad. Los patógenos bacterianos que causan daños al camarón de cultivo Litopenaeus vannamei habitualmente se encuentran de forma natural en el ambiente marino, siendo oportunistas cuando el camarón se encuentra estresado o debilitado, atacando a los animales; haciéndolos altamente sensibles a las enfermedades con graves implicaciones para el cultivo ( Limonta et al., 2012; Citado por Romero, 2016). La causa del brote de enfermedades de origen infeccioso y no infeccioso está relacionada a condiciones ambientales desfavorables como pueden ser: cultivos con altas densidades, insuficiencias nutricionales, aireación insuficiente, lesiones físicas y un gran número de agentes infecciosos (Abraham y Sasmal , 2009

62. VIBRIOSIS SIGNOS CLÍNICOS DE IMPORTANCIA DIAGNÓSTICA Se observan en la cutícula manchas de color rojo, cafés o negras, en áreas que han sido erosionadas por acción de bacterias quitinolíticas . Cuando la infección progresa, se puede observar el músculo melanizado y con secciones de necrosis y atrofia muscular. SÍNDROME DE ZOEA II SIGNOS CLÍNICOS DE IMPORTANCIA DIAGNÓSTICA Se presentan altas mortalidades después de 36-48 horas de haber transcurrido la metamorfosis de Zoea I a Zoea II. Las sintomatologías más importantes son la anorexia (falta de apetito), rápida evacuación del contenido intestinal, letargo (disminución de la actividad normal) con nado errático y la permanencia en el fondo del tanque de los organismos infectados.

63. DIAGNÓSTICO Y CONTROL El diagnóstico se realiza mediante la elaboración de placas en fresco de Zoeas II., donde se observa atrofia del hepatopáncreas con desprendimiento celular o hepatocitos hipertrofiados y redondos “llamados bolitas blancas”, inflamación y presencia de células del hepatopáncreas viajando a través del intestino. Se piensa que las bolitas blancas son una reacción a la presencia de toxinas bacterianas (Vibrio spp ). También se han observado en el hepatopáncreas de zoeas y post-larvas tempranas “bolitas negras”, las cuales han sido asociadas a infecciones bacterianas. Estas bolitas poseen una sustancia oscura, que ha sido identificada como clorofila. Probablemente aparecen por las toxinas producidas por las bacterias asociadas con el tracto digestivo, las cuales causan desórdenes metabólicos y una mala digestión de las algas ingeridas. Hasta la fecha, se desconoce el origen de las bolitas negras en el cultivo larvario. En organismos con la enfermedad de bolitas blancas, se diagnostica por histopatología con tinción de hematoxilina-eosina, y se busca la presencia de células “bolitas blancas” viajando por el lumen del túbulo del hepatopáncreas y del intestino de la Zoea II, hepatocitos hipertrofiados y en algunos casos infiltración hemocítica y formación de nódulos. Para el diagnóstico de las bolitas negras, se observan depósitos de color café dentro de las células del hepatopáncreas. Para el control del síndrome de zoea II, es necesario el empleo de antibióticos, con la previa realización de antibiogramas para su selección y en muchos laboratorios cuando se presenta Zoea II, desechan todos los organismos que lo presenten y desinfectan los tanques de cultivo larvario.

64. ENFERMEDAD DE LUMINISCENCIA SIGNOS CLÍNICOS DE IMPORTANCIA DIAGNÓSTICA Los organismos infectados con esta bacteria se observan con luminiscencia, letargo (disminución de la actividad normal), nado errático, permanencia en el fondo del tanque y mortalidades masivas. DIAGNÓSTICO Y CONTROL El diagnóstico se realiza mediante la elaboración de placas en fresco de larvas, donde se observa en la fase inicial colonización masiva de las bacterias en los apéndices, tracto digestivo y región oral. Pero conforme avanza la enfermedad y entra en la fase grave, se observa colonización en el intestino medio y posterior y en hepatopáncreas, hasta llegar a colonizar todos los órganos y tejidos del organismo; hasta tener una septicemia generalizada con mortalidades altas. Por análisis de bacteriología es necesario aislar la bacteria principalmente de organismos moribundos que muestren una gran colonización de bacterias. El aislamiento se realiza en agar TCBS, sembrando el macerado de los organismos previamente desinfectados. Al obtener los resultados en las placas, se observa gran cantidad de colonias luminiscentes de color verde. En organismos con la enfermedad de luminiscencia, se diagnostica por histopatología con tinción de hematoxilina-eosina y se busca la presencia de colonias de bacterias, infiltración de hemocitos, nódulos hemocíticos , melanización , necrosis en apéndices, tracto digestivo, intestino y hepatopáncreas. Para el control de esta enfermedad de luminiscencia, es necesario aplicar tratamiento

65. ( NHP-B) NECROSIS DEL HEPATOPÁNCREAS BACTERIANA SIGNOS CLÍNICOS DE IMPORTANCIA DIAGNÓSTICA Durante la fase inicial de la enfermedad, no aparecen signos clínicos de organismo enfermo. Durante la fase aguda, la primera señal que se reporta para esta enfermedad, es reducción en el consumo de alimento en postlarvas tardías juveniles, hasta dejar de comer por completo. Posteriormente se observa la aparición de camarones moribundos nadando cerca de la superficie y en las orillas de los estanques. Los camarones moribundos muestran palidez generalizada del cuerpo, con un color café claro, branquias de color amarillo pálido a café y hepatopáncreas atrofiado, con coloración café claro a oscuro, provocando que sea fácil de confundir con enfermedades virales. En esta fase se observan las más altas mortalidades.

66. DIAGNÓSTICO Y CONTROL Fase aguda: se observa atrofia del hepatopáncreas, mayor desprendimiento celular, células con núcleos hipertrofiados, coloración pálida (desaparece el color naranja), textura blanda y edematosa (fluido blanquecino al realizar la disección), melanización, atrofia tubular y necrosis de las células y de los túbulos del hepatopáncreas, así como también es posible observar nódulos hemocíticos en el hepatopáncreas. Fase crónica: se observa una menor melanización, atrofia tubular y un aumento de la necrosis de las células y de los túbulos del hepatopáncreas, así como también es posible observar una mayor cantidad de nódulos hemocíticos en este órgano. El epitelio de los túbulos del hepatopáncreas se aprecia muy atrofiado; en algunas secciones se observa la formación de nódulos melanizados

67. EPICOMENSALES (ENFERMEDAD DE LAS BRANQUIAS, ENFERMEDAD DE BRANQUIAS FILAMENTOSAS, ENFERMEDAD BACTERIANA DE LAS BRANQUIAS, BRANQUIAS SUCIAS, BRANQUIAS NEGRAS, BRANQUIAS CAFÉS O, BRANQUIAS CON ADHERENCIAS DE PROTOZOARIOS.) SIGNOS CLÍNICOS DE IMPORTANCIA DIAGNÓSTICA La presencia de coloración amarilla, café o negra en las branquias, está relacionada con colonización de epicomensales y puede ser debido a material detrítico atrapado por los microorganismos que están adheridos a las lamelas. Si se observa coloración verde o verdosa de las branquias, puede deberse a colonización de las lamelas branquiales por una o varias especies de algas. En infestaciones de larvas o post-larvas, con frecuencia se ven involucrados los apéndices natatorios, ojos y algunas partes de la boca. Como se mencionó anteriormente, los animales afectados pueden mostrar dificultades para moverse y alimentarse Una invasión desde moderada hasta alta, puede inhibir la respiración del animal, pueden morir durante la muda, encontrándose luego en el fondo con apariencia “limpia” del exoesqueleto, pero con la cutícula suave. Teniendo las branquias fuertemente colonizadas por epibiontes , las condiciones de oxígeno disuelto bajo durante las madrugadas, pueden potencializar el ambiente hipóxico del camarón que de por sí se está presentando por la enfermedad en las branquias. Tanto los hallazgos mediante montajes en fresco como a través de análisis histológicos, deben ser registrados para establecer la prevalencia y severidad del problema.

68. DIAGNÓSTICO Y CONTROL Las lamelas de las branquias son el lugar más frecuente para la infestación en juveniles y camarones mayores. Las enfermedades por organismos epicomensales, son diagnosticadas mediante la observación de preparaciones en fresco de los microorganismos, tanto en larvas y post-larvas, como en secciones de branquias y apéndices orales de camarones juveniles o adultos afectados. En sistemas intensivos y superintensivos , debe ser una práctica frecuente el monitoreo de camarones y su examen bajo un microscopio, para determinar la prevalencia y severidad de la enfermedad. De esta manera, se proporciona información significativa sobre las condiciones sanitarias de las branquias con base en la adherencia de epibiontes en los camarones. Las decisiones para implementar sistemas de control en los casos de enfermedades por organismos epicomensales, están basadas en los datos obtenidos a partir de estos monitoreos. Normalmente, de cinco a diez camarones de un tanque deben ser seleccionados y sometidos a un examen microscópico. Utilizando cortes histológicos en parafina teñidos con H&E, pueden detectarse y usualmente identificarse organismos epicomensales del cuerpo, branquias y apéndices. Además, el grado de severidad de la infestación por organismos epicomensales, es con frecuencia fácilmente determinado, especialmente por cortes que proporcionan un panorama de las branquias.

69. MICOSIS LARVARIA SIGNOS CLÍNICOS DE IMPORTANCIA DIAGNÓSTICA Mortalidades súbitas durante los estadíos larvarios o post-larvarios tempranos. Infecciones generadas por Lagenidium sp . ocurren con mayor frecuencia en los estadíos de huevo, nauplio, protozoea y mysis. Infecciones ocasionadas por Sirolpidium sp . más comúnmente en los estadíos de mysis y post-larvas tempranas. Las infecciones generadas por estas dos especies de hongos en las larvas y post-larvas resultan en micosis progresivas. Pueden tener una respuesta inflamatoria o no inflamación del todo. Las infecciones son generalmente letales y pueden ir acompañadas de vibriosis durante los estadíos terminales. Comúnmente el micelio infecta completamente el cuerpo del camarón, reemplazando todos los órganos y tejidos. No hay lesiones distintivas, pero en los estadíos avanzados de la enfermedad, las larvas dejan de alimentarse, presentan letárgia y adquieren una coloración opaca blanquecina (Arellano, 1993). https://www.facebook.com/watch/?v=1008574606282704&extid=NS-UNK-UNK-UNK-AN_GK0T-GK1C&mibextid=2Rb1fB&ref=sharing

70. DIAGNÓSTICO Y CONTROL Las larvas infectadas muestran la presencia de un micelio extensivo, sin setas y altamente ramificado, invadiendo el cuerpo y los apéndices de la larva. Las hifas reemplazan prácticamente todos los tejidos y órganos de las larvas o post-larvas y son de una coloración pálida verde amarillenta y contienen numerosas inclusiones pequeñas que refractan la luz. Un tipo de hifa especializada forma tubos de descarga, los cuales pueden o no presentar una vesícula terminal en su parte distal y se les puede observar empujando hacia afuera a través de la cutícula. HERRAMIENTAS DE DIAGNÓSTICO PARA DETECCIÓN DE ENFERMEDADES La detección de las enfermedades se realizará por medio de Reacción en Cadena de la Polimeraza (PCR) para afecciones virales, bacterianas. Determinación cuantitativa de bacterias por medio de siembra en agares como TCBS, Marino, TSA, GSP MRS. La última década se ha caracterizado por diversas restricciones en la producción, siendo la ocurrencia de enfermedades de origen viral la más importante. Actualmente la Organización Mundial de Sanidad Animal, considera a la enfermedad Mancha Blanca (WSS), la Necrosis Hipodérmica y Hematopoyética Infecciosa (IHHN), ANHPD y la Hepatopancreatitis Necrotizante (NHP), como enfermedades de declaración obligatoria.

71. Cálculos de biocompensación mg/L Ca Mg K Lectura del equipo 90 540 50 Ecua. Actual 1 6 0,56 Ecuacion Zonal 1 9 0,75 Valores a Correjir 1 3 0,19 Magnesio* 270 Potasio** 17

72. Correcciones al Agua *Magnesio 270 g r /m3 hectarea 10.000 m3/Ha 2700 Kg/Ha **Potasio 17,1 gr / m3 hectarea 10.000 m3/Ha 171 Kg/Ha

73. Ecuación de Vida. Densidad Salinidad (4 – 6) x mt. (8 – 10) x mt. (12-15) x mt. (20-30) x mt. (02 – 05) 1 – 9 – 1 (06 – 15) 1 – 9 – 0.75 (16 – 25) 1 – 8 – 0,65 (26 – 35) 1 – 8 – 0,55 1 – 11 – 0,55 (36 – 50) 1 – 9 – 0,50 1 – 12 – 0,50 Jorge Chávez Rigaíl Septiembre 2011

74. p H Oxígeno Alcalinidad Carbono In o rgánico Ciclo del Nit r ó g eno Carbono O rgáni c o Fito-Zoo plancton Pote n cial Redox C.I.C. Balance Iónico Las variaciones de pH mayor de 1 pto. Desbalances Químicos-Biológicos

75. p H Oxígeno Alcalinidad Carbono In o rgánico Ciclo del Nit r ó g eno Carbono O rgáni c o Fito-Zoo plancton Pote n cial Redox C.I.C. Balance Iónico Cuales son los principales desbalances Químicos-Biológicos

76. Cálculo de Melaza como fuente de Carbono en los balanceados. = Lt . A x B x C x D x E F A = Cantidad de balanceado en Kg. B = % de Proteína del balanceado. C = Rango ( 5-10-15-20-25-30 : 1) D = % taza de excreción-asimilación. E = 16% ( Nitrógeno en Proteína). F = % de Carbono en la melaza. * Ejemplo: 50Kg x 0.35 x 10 x 0.5 x 0.16 = 35 Lts. de melaza. 0.40 * FJHM: 2000 * 50 Kg x 0.35 x 10 x 0.2 = 35 Lts. de melaza. *Yoran Avnimelech.1999

77. Heterotrophic Production Systems, James F. Collins, 11/9/2001. Relación C:N (16: 1) TAN ( mg/L ) x Vol.Tanque x 1 x 16 1000 En otras palabras todo esto es igual: TAN x Tone. x 16 = gr. de melaza al tanque. Ejemplo: 1,250 mg/L x 100 ton x 16 = 2.000 gr. // 2 Kilos

78. JCHR JCHR JCHR JCHR

79. Potencial redox. Mediante el análisis del potencial redox, nos permitirá determinar con mayor precisión el grado de oxidación ó el grado de reducción química en el suelo. Oxidación = Ganancia de iones de Oxígeno. Reducción = Perdida de iones de Oxígeno. Normalmente la perdida de los oxígenos disueltos en los sedimentos causan la acumulación de metabolitos tóxicos para los sistemas acuícolas. El incremento de Amoniaco (NH3); Gas sulfhídrico (SH 2 ); Nitritos (NO2); terminan bajando el potencial redox de los sedimentos. (Chien et al. 1989)

80. Intercambiables Ca 2+ Mg 2+ K + Na + + NH 4 Al 2+ Transición Mn 2+ Cu 2+ Al 3+ Fe 3+ Zn 2+ Ti 4+ Tóxicos Al 3+ Cd 2+ Pb 2+ Hg 2+ Be 2+ Solubles Cl - SO 4 2- H CO 3 - - NO 3 Pocos solubles H 3 SiO 4 - H 2 PO 4 - H BO 3 - MoO 4 2- Tóxicos AsO 4 3 - CrO 4 2 - C A TIONES A N I O N E S Como influye el pH del suelo en los elementos minerales que lo componen SOLUBILIDAD-DISPONIBILIDAD Abundantes 50-500 Mg/L Moderados 1- 20 mg/L Minoritarios -1 mg/L Se Reducen Se O x idan

81. Variación del potencial redox de acuerdo a la profundidad de la lectura. Profundidad Shigeno. 1978 Japon Masud a /Bo y d. 1994 Taiwan 0,5 cm + 0, 140 v - 0,113 v 1,0 cm + 0, 010 v - 0,162 v 1,5 cm - 0, 280 v - 0,180 v 2,0 cm - 0, 460 v ……….

82. Problemas asociados a las lecturas del potencial redox Diferentes medidores de potencial redox, pueden producir diferentes lecturas, para una misma muestra de sedimento. El Potencial redox declina rápidamente con la profundidad del muestreo. Tener mucha precaución al introducir el electrodo comercial a una profundidad exacta. El contenido de oxigeno disuelto en el agua, puede contaminar el suelo cuando es introducido el electrodo. La disminución del potencial redox con la profundidad es un fenómeno natural de un suelo saturado con agua.

83. Importantes “dicas” en la acción del pH en los sedimentos. Sí baja el pH: favorece a la formación del grupo amoniacal ionizado NH 4 Sí baja el pH: favorece al incremento del Sulfuro de Hidrogeno SH 2 (gas sulfhídrico), parte tóxica no ionizada. - Las sustancias ionizadas del azufre son ( SH - ; S 2 ) Si b a ja el pH del s u e l o ; se pierd e n much a s de las reacciones microbiológicas. - Sí sube el pH: sube la porción tóxica del NH 3 Bacterias Nitrificantes actúan a pH entre (7.5 – 8,5). Bacterias como los Thiobacillus, actúan a pH 3.

84. Calculo de % Recambio de Agua Fraccion de Agua Necesaria : S nva - S fin F = 1 - . S nva - S ini En donde : F= Fraccion de agua remplazada (%). S nva = Salinidad ( T o C ) agua entrante . S fin = Salinidad ( T o C ) agua Deseada . S ini = Salinidad ( T o C ) agua inicial de Tanque .

85. Ejemplo % Recambio Tenemos un tanque con salinidad inicial de 10 ppt, y queremos bajar la salinidad a 5 ppt usando agua de 2ppt: S nva = 2 ppt. S fin = 5 ppt. S ini = 10 ppt. % agua a cambiar : 2 – 5 -3 F = 1 - = 1- = 1- 0.38 = 0.62 2 – 10 -8 F = 62%

86. Formulas Flujo Continuo Flujo para remplazar fraccion de agua : Q= -ln(1-F) x V/T. % Recambio real. F = 1-e -QT/V . Q= Flujo de agua fresca (l/h). F= Fraccion de agua remplazada (%). V = Volumen de tanque / Piscina (l). T= Periodo de tiempo (h).

87. Ejemplo Flujo Continuo Que flujo necesitamos para remplazar 62% del agua de un tanque de 2,000 l en 8 horas?: F = 0.62. V = 2000 l. T = 8 H. Q = -ln (1-0.62) x 2,000 l / 8 H. Q = -ln (0.38) x 250 l/H. Q = 0.968 x 250 l/H = 242 l/H . Q = 4 l/m. (1 l c/15 seg).